Упорядочить по номеру документа упорядочить по дате введения. Гигиена лабораторных животных Условия содержания лабораторных животных температура

Действующий

МУК 4.2.2939-11

МЕТОДИЧЕСКИЕ УКАЗАНИЯ

4.2. МЕТОДЫ КОНТРОЛЯ. БИОЛОГИЧЕСКИЕ И МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИЕ ФАКТОРЫ

Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для лабораторий территориального, регионального и федерального уровней

Дата введения: с момента утверждения

1. Разработаны Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Российский научно-исследовательский противочумный институт "Микроб" Роспотребнадзора (В.В.Кутырев, И.Н.Шарова, Н.А.Осина, Е.С.Казакова, Е.А.Плотникова, С.А.Пионтковский, Т.Ю.Красовская, Д.В.Уткин, С.А.Щербакова); Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Иркутский научно-исследовательский противочумный институт" Роспотребнадзора (С.В.Балахонов, Т.И.Иннокентьева, М.В.Чеснокова, А.В.Мазепа, С.А.Татарников); Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Ставропольский научно-исследовательский противочумный институт" Роспотребнадзора (А.Н.Куличенко, О.В.Малецкая, Т.В.Таран, А.П.Бейер, А.В.Таран); Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Волгоградский научно-исследовательский противочумный институт" Роспотребнадзора (В.В.Алексеев, А.В.Липницкий, В.А.Антонов, Д.В.Викторов); Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Ростовский-на-Дону научно-исследовательский противочумный институт" Роспотребнадзора (Н.В.Павлович, Н.Л.Пичурина, Н.В.Аронова, Н.Н.Оноприенко, М.В.Цимбалистова, А.С.Водопьянов); Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Противочумный центр" Роспотребнадзора (В.Е.Безсмертный, С.М.Иванова); Федеральным бюджетным учреждением здравоохранения "Федеральный центр гигиены и эпидемиологии" Роспотребнадзора (В.Г.Сенникова, М.В.Зароченцев, В.В.Мордвинова); Федеральным государственным учреждением науки "Государственный научный центр прикладной микробиологии и биотехнологии" Роспотребнадзора (И.А.Дятлов, А.Н.Мокриевич, С.Ф.Бикетов, М.В.Храмов, Н.И.Лунева); Федеральным государственным бюджетным учреждением "ГИСК им. Л.А.Тарасевича" Минздравсоцразвития (И.В.Борисевич, Л.В.Саяпина).

3. Утверждены Руководителем Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека, Главным государственным санитарным врачом Российской Федерации Г.Г.Онищенко 14 июля 2011 г.

1. Область применения

1. Область применения

1.1. Настоящие методические указания определяют порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для лабораторий территориального, регионального и федерального уровней, формы и методы их взаимодействия, номенклатуру и объем исследования, требования к лабораториям, специалистам и персоналу, участвующим в выполнении исследований, материально-техническому обеспечению исследований, к биологической безопасности проведения работ.

1.2. Настоящие методические указания предназначены для специалистов бактериологических лабораторий учреждений, осуществляющих государственный санитарно-эпидемиологический надзор за туляремией в Российской Федерации, лечебно-профилактических и противочумных учреждений.

2. Нормативные ссылки

2.1. Федеральный закон от 3*.03.1999 N 52-ФЗ "О санитарно-эпидемиологическом благополучии населения" .
______________
Федеральный закон от 30.03.1999 N 52-ФЗ "О санитарно-эпидемиологическом благополучии населения" . - Примечание изготовителя базы данных.

2.2. Постановление Правительства Российской Федерации от 29.10.2007 N 720* "О внесении изменений в пункт 5 Положения о лицензировании деятельности, связанной с использованием возбудителей инфекционных заболеваний ", утвержденного постановлением Правительства Российской Федерации от 22.01.2007 N 31* .
________________
* Документ утратил силу на основании постановления Правительства Российской Федерации от 16 апреля 2012 года N 317

2.3. Постановление Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 24.02.2009 N 11 "О представлении внеочередных донесений о чрезвычайных ситуациях в области общественного здравоохранения санитарно-эпидемиологического характера" (зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 10.04.2009 N 13745).

2.4. Приказ Министерства здравоохранения и социального развития Российской Федерации от 7.07.2009 N 415н "Об утверждении квалификационных требований к специалистам с высшим и послевузовским медицинским и фармацевтическим образованием в сфере здравоохранения" (зарегистрирован в Минюсте Российской Федерации 09.07.2009 N 14292).

2.6. СП 1.2.036-95 "Порядок учета, хранения, передачи и транспортирования микроорганизмов I-IV групп патогенности" (утв. постановлением Госкомсанэпиднадзора Российской Федерации от 28.08.1995 N 14).

2.7. СП 3.1.7.2642-10 "Профилактика туляремии" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 31.05.2010 N 61 "Об утверждении СП 3.1.7.2642-10" . Зарегистрировано в Минюсте РФ 7.07.2010 N 7745).

2.8. СП 1.3.1285-03 "Безопасность работы с микроорганизмами I-II групп патогенности (опасности)" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 15.04.2003 N 42 "О введении в действие санитарно-эпидемиологических правил СП 1.3.1285-03" . Зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 10.05.2003 N 4545).

2.9. СП 1.3.1318-03* "Порядок выдачи санитарно-эпидемиологического заключения о возможности проведения работ с возбудителями инфекционных заболеваний человека I-IV групп патогенности (опасности), генно-инженерно-модифицированными микроорганизмами, ядами биологического происхождения и гельминтами" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 30.04.2003 N 85 "О введении в действие санитарно-эпидемиологических правил СП 1.2.1318-03" . Зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 19.05.2003 N 4558).
______________
* Вероятно ошибка оригинала. Следует читать: СП 1.2.1318-03 . - Примечание изготовителя базы данных.

2.12. СП 3.4.2318-08 "Санитарная охрана территории Российской Федерации" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 22.01.2008 N 3 "Об утверждении санитарно-эпидемиологических правил СП 3.4.2318-08" . Зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 3.04.2008 N 11459).

2.13. СанПиН 2.1.7.2790-10 "Санитарно-эпидемиологические требования к обращению с медицинскими отходами" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 9.12.2010 N 163 . Зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 17.02.2011 N 19871).

2.14. СанПиН 2.1.3.2630-10 "Санитарно-эпидемиологические требования к организациям, осуществляющим медицинскую деятельность" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 18.05.2010 N 58 . Зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 9.08.2010 N 18094).

2.15. Санитарные правила по устройству, оборудованию и содержанию экспериментально-биологических клиник (вивариев) (утв. главным государственным санитарным врачом СССР от 6.04.73 N 1045-73).

2.16. МУ 3.1.2007-05 "Эпидемиологический надзор за туляремией".

2.17. МУ 3.3.2.2124-06 "Контроль диагностических питательных сред по биологическим показателям для возбудителей чумы, холеры, сибирской язвы, туляремии".

2.18. МУК 4.2.2316-08 "Методы контроля бактериологических питательных сред".

2.19. МУ 1.3.2569-09 "Организация работы лабораторий, использующих методы амплификации нуклеиновых кислот при работе с материалом, содержащим микроорганизмы I-IV групп патогенности".

2.20. МУ 4.2.2495-09 "Определение чувствительности возбудителей опасных бактериальных инфекций (чумы, сибирской язвы, холеры, туляремии, бруцеллеза, сапа и мелиоидоза) к антибактериальным препаратам".

3. Перечень сокращений

ЛПС - липополисахарид

ЛПУ - лечебно-профилактическое учреждение

ООИ - особо опасные инфекции

СП - санитарно-эпидемиологические правила

СанПиН - санитарно-эпидемиологические правила и нормативы

МУ - методические указания

ПБА - патогенный биологический агент

МФА - метод флуоресцирующих антител

ИФА - иммуноферментный анализ

ПЦР - полимеразная цепная реакция

РА - реакция агглютинации

РНГА - реакция непрямой гемагглютинации

РТНГА - реакции торможения непрямой гемагглютинации

РНАт - реакция нейтрализации антител

МИС - магноиммуносорбенты

РЛА - реакция латекс-агглютинации

ИХ - иммунохроматография

ИХ-тест - иммунохроматографический тест

4. Общие положения

Характеристика болезни и возбудителя туляремии

Туляремия - зоонозная системная природно-очаговая бактериальная инфекционная болезнь, характеризующаяся симптомами общей интоксикации, лихорадкой, воспалительными изменениями в области ворот инфекции, регионарным лимфаденитом, склонностью к затяжному течению.

Основными резервуарами и источниками возбудителя туляремии в естественных условиях являются дикие животные (около 50 видов), главным образом различные виды грызунов, и зайцы. На территории природных очагов туляремии могут заражаться овцы, свиньи, крупный рогатый скот. Резервуаром и переносчиками возбудителя являются также кровососущие членистоногие: иксодовые и гамазовые клещи, комары, слепни, блохи. Больной человек эпидемиологической опасности не представляет.

Как и для всех зоонозов, для туляремии характерна множественность механизмов (аспирационный, контактный, фекально-оральный, трансмиссивный), а также путей и факторов передачи. В соответствии с Международной статистической классификацией болезней и проблем, связанных со здоровьем (Десятый пересмотр. Женева, 2003, (МКБ-10), и по локализации основного патологического процесса различают следующие формы туляремии:

А21.0 - ульцерогландулярную (язвенно-бубонную);

А21.1 - окулогландулярную (глазо-бубонную);

А21.2 - легочную;

А21.3 - желудочно-кишечную (абдоминальную);

А21.7 - генерализованную;

А21.8 - другие формы туляремии (ангинозно-бубонную);

5.1.1. Требования к лабораториям лечебно-профилактических учреждений, осуществляющим исследования на туляремию

Лечебно-профилактические учреждения, лаборатории которых осуществляют диагностические исследования на туляремию, должны иметь лицензию на осуществление деятельности, связанной с использованием возбудителей III-IV групп патогенности (опасности).

Лаборатории ЛПУ должны иметь санитарно-эпидемиологическое заключение о возможности проведения работ с микроорганизмами III-IV групп патогенности (опасности) в соответствии с действующими СП о порядке выдачи санитарно-эпидемиологического заключения о возможности проведения работ с возбудителями инфекционных заболеваний человека I-IV групп патогенности (опасности), генно-инженерно-модифицированными микроорганизмами, ядами биологического происхождения и гельминтами.

Учет, хранение, передача и транспортирование выделенных культур холерных вибрионов (подозрительных) должны осуществляться в соответствии с действующими нормативными документами о порядке учета, хранения, передачи и транспортирования микроорганизмов I-IV групп патогенности.



Проведение исследований на всех этапах - отбор проб, их хранение, доставка в лабораторию, регистрация, порядок исследования, выдача результатов, взаимодействие с учреждениями Роспотребнадзора - должно соответствовать требованиям действующих нормативных и распорядительных документов.



Исследования на туляремию могут выполнять специалисты не моложе 18 лет с высшим и средним медицинским, биологическим образованием, окончившие курсы подготовки по специальности "Бактериология" с освоением методов безопасной работы с возбудителями инфекционных болезней III-IV групп патогенности (опасности), имеющие допуск к работе с ПБА III-IV групп патогенности на основании приказа руководителя учреждения. Специалисты, проводящие диагностические исследования на туляремию, должны иметь необходимые профессиональные навыки в соответствии с номенклатурой проводимых исследований (прилож. 8).

Специалисты, осуществляющие деятельность, связанную с использованием возбудителей инфекционных болезней, должны повышать квалификацию не реже одного раза в пять лет и иметь сертификат специалиста.









Контроль качества диагностических исследований на туляремию в лабораториях ЛПУ включает:












Правила ведения документации





Для забора материала и проведения диагностических исследований на туляремию в бактериологических лабораториях ЛПУ должны быть в наличии:





Персонал должен быть обеспечен спецодеждой и средствами индивидуальной защиты (для отбора проб клинического материала и проведения иммуносерологических реакций).

5.1.2. Номенклатура и объем исследований

В ЛПУ производят отбор клинического материала от лиц с подозрением на туляремию, больных различными формами туляремии и вакцинированных, а также секционного материала от умерших лиц.

В бактериологических лабораториях ЛПУ проводят исследования сывороток крови от больных туляремией и вакцинированных против туляремии лиц иммуносерологическими и аллергологическим методами:

1) выявление антител в парных сыворотках;

2) проведение реакции лизиса лейкоцитов.

Врач-инфекционист ЛПУ осуществляет оценку аллергологического статуса больных путем постановки аллергической пробы с тулярином.

5.1.3. Порядок лабораторной диагностики туляремии в лабораториях лечебно-профилактических учреждений

Отбор и транспортирование проб клинического материала

Материал от больных забирает медицинский персонал ЛПУ при поступлении больного, до начала лечения антибактериальными препаратами. Забор проб осуществляют два медицинских работника, один из которых врач-инфекционист или терапевт (хирург), подготовленный по вопросам диагностики особо опасных инфекций и соблюдения требований биологической безопасности при работе с клиническим материалом, подозрительным на содержание возбудителей инфекционных болезней I-II групп патогенности. Материал от вакцинированных лиц забирает медицинский персонал ЛПУ

Секционный материал забирают медицинские работники патолого-анатомических отделений (или БСМЭ) в присутствии специалиста по особо опасным инфекциям, руководствуясь действующими методическими указаниями по организации и проведению первичных противоэпидемических мероприятий в случаях выявления больного (трупа), подозрительного на заболевания инфекционными болезнями, вызывающими чрезвычайные ситуации в области санитарно-эпидемиологического благополучия населения, с соблюдением регламентированных требований биологической безопасности при работе с патогенными биологическими агентами I-II групп.

Для направления в бактериологические лаборатории учреждений Роспотребнадзора забирают:

от больных людей в зависимости от клинической формы болезни: содержимое бубона, материал из зева, с конъюнктивы глаза, отделяемое язвы, мокроту, кровь;

от умерших людей: увеличенные лимфатические узлы, измененные участки легких и селезенки, трахеи;

от вакцинированных людей: кровь.

Забор проб всех видов материала осуществляют в стерильную стеклянную или пластиковую посуду, соответствующую объему проб.

Пунктат из бубона берут до 14-20 суток болезни шприцем емкостью не менее 5 мл. Кожу на участке, намеченном для прокола, обрабатывают 70%-м спиртом, а затем смазывают 5%-м раствором йода и вновь протирают 70%-м спиртом. Иглу вводят с таким расчетом, чтобы ее острие достигло центральной части бубона, после чего, оттянув до отказа поршень, медленно вынимают иглу. Содержимое переносят в стерильную пробирку с завинчивающейся пробкой. Можно перед взятием материала ввести в бубон 0,3-0,5 мл стерильного 0,9%-го раствора натрия хлорида и затем отобрать содержимое. При вскрывшемся бубоне забирают материал отдельно из периферической плотной части и отделяемое свища.

Перед взятием отделяемого язвы, папулы, везикулы или отторгнутого струпа прединъекционной дезинфицирующей салфеткой осторожно очищают кожу вокруг пораженного места, при необходимости стерильной марлевой салфеткой удаляют некротические массы, гной. Прокатывая тампон по раневой поверхности от центра к периферии в течение 5-10 с абсорбируют материал на тампон. Тампон с материалом помещают в пробирку или транспортную среду. При использовании шприца иглу вводят у края везикулы (пустулы) и затем продвигают к середине. У язв пунктируют плотный край.

Мокроту собирают в специальные широкогорлые контейнеры с завинчивающейся крышкой.

Отделяемое слизистой зева забирают натощак или через 3-4 ч после еды. Аккуратно прижимая язык шпателем, вводят тампон между дужками миндалин и язычком (нельзя касаться тампоном губ, щек, языка) и собирают материал с задней поверхности глотки, миндалин и участков воспаления или изъязвления слизистой. Тампон с материалом помещают в стерильную пробирку или в пробирку с транспортной или питательной средой.

Кровь для исследований берут с соблюдением правил асептики и мер индивидуальной защиты. Кровь забирают из локтевой вены в количестве 10-20 мл одноразовым шприцем и переносят в пробирку для посева на питательные среды и заражения биопробных животных, в пробирку с антикоагулянтом (4%-й раствор натрия цитрата в отношении 1:10 к объему крови или 6%-й раствор ЭДТА в отношении 1:20 к объему крови) для ПЦР-анализа, в пробирку для получения сыворотки для иммуносерологических реакций.

Для постановки кровяно-капельной реакции агглютинации и реакции лейкоцитолиза кровь берут из пальца.

Отделяемое конъюнктивы глаза следует забирать до 17 суток болезни с помощью стерильного тампона, предварительно увлажненного 0,9%-м раствором натрия хлорида. Пробы из каждого глаза собирают отдельными тампонами двумя-тремя круговыми движениями по слизистой оболочке глаза. Тампон с материалом помещают в стерильную пробирку или транспортную среду. При наличии обильного гнойного отделяемого стерильным сухим ватным тампоном берут гной с внутренней поверхности нижнего века движением к внутреннему углу глазной щели. Необходимо следить, чтобы ресницы не касались тампона (придерживать веко рукой). Доставка материала в лабораторию в течение 1 ч, если используются специальные транспортные среды - в течение суток.

Емкости с пробами маркируют, обрабатывают снаружи дезинфицирующим раствором, упаковывают в полиэтиленовый пакет с застежкой-молнией и помещают в контейнер для транспортирования биологического материала на исследование. Контейнер с упакованным материалом опечатывают и отправляют в лабораторию с нарочным на специально выделенном транспорте. Поверхность стола после упаковки проб обрабатывают дезинфицирующим раствором.

На доставляемые в лабораторию пробы заполняют направление (прилож.1), в котором указывают: адрес учреждения, в которое направляется проба (пробы); фамилию, имя, отчество больного (умершего); пол, возраст, место жительства, дату заболевания, дату обращения за медицинской помощью, дату госпитализации, предварительный диагноз; особенности эпидемиологического анамнеза; проводилась ли больному до взятия материала антибактериальная терапия (когда, какие использовались препараты, в какой дозе); вид материала, взятого для бактериологического исследования; цель исследования; дату и час забора материала; адрес, по которому следует сообщить результаты бактериологического исследования; наименование учреждения, должность, фамилию и инициалы лица, направляющего пробу (пробы), подпись; время доставки пробы; должность, фамилию и инициалы принявшего пробы.

Материал транспортируют в лабораторию в сумке-холодильнике. В случае отсутствия условий для хранения материала на холоде время от момента взятия материала до начала исследования не должно превышать 5-6 ч.



Постановку и учет иммуносерологических реакций проводят в бактериологической лаборатории ЛПУ в соответствии с инструкциями по применению диагностических препаратов. В динамике заболевания исследуют парные сыворотки с интервалом 7-10 дней. Диагностически достоверным является 4-кратное и более увеличение титра антител.

Гиперчувствительность у больных и вакцинированных лиц определяют in vitro

Постановку и учет результатов аллергической пробы с тулярином (аллерген туляремийный жидкий, суспензия для накожного скарификационного нанесения) у лиц, зараженных или подозрительных на зараженность туляремией, осуществляет врач-инфекционист ЛПУ в соответствии с инструкцией по применению препарата.

Следует помнить, что аллергическая проба остается положительной у лиц, переболевших туляремией.

5.1.4. Оформление результатов исследования

Регистрацию результатов серологического и аллергического исследования сывороток на туляремию в бактериологических лабораториях ЛПУ осуществляют в соответствии с учетными формами, установленными в учреждении. Выдача ответов для историй болезней - по унифицированным формам.

5.1.5. Порядок взаимодействия лечебно-профилактических учреждений с организациями Роспотребнадзора

5.2. Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании (городе и административных районах субъекта, объединенных по территориальному признаку) в субъекте Российской Федерации

5.2.1. Требования к лабораториям филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации, осуществляющим исследования на туляремию

Наличие разрешительных и регламентирующих работу документов

ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации, на базе филиалов которого функционируют бактериологические лаборатории, должен иметь лицензию на осуществление деятельности, связанной с использованием возбудителей II-IV (или III-IV) групп патогенности (опасности).

Лаборатории филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации, выполняющие исследования на туляремию, должны иметь санитарно-эпидемиологическое заключение о возможности проведения работ с микроорганизмами III-IV групп патогенности (опасности) в соответствии с действующими СП о порядке выдачи санитарно-эпидемиологического заключения о возможности проведения работ с возбудителями инфекционных болезней человека I-IV групп патогенности (опасности), генно-инженерно-модифицированными микроорганизмами, ядами биологического происхождения и гельминтами.

Лаборатории филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации должны быть аккредитованы на техническую компетентность в установленном порядке в соответствии с действующей законодательной базой Российской Федерации.

Учет, хранение, передача и транспортирование проб клинического материала должны осуществляться в соответствии с действующими СП о порядке учета, хранения, передачи и транспортирования микроорганизмов I-IV групп патогенности.

Утилизация отходов должна осуществляться в соответствии с действующими санитарно-эпидемиологическими требованиями к обращению с медицинскими отходами.



Требования к специалистам и персоналу, участвующим в выполнении исследований на туляремию

Исследования на туляремию могут выполнять специалисты не моложе 18 лет с высшим и средним медицинским, биологическим образованием, окончившие курсы подготовки по специальности "Бактериология" с освоением методов безопасной работы с возбудителями инфекционных болезней III-IV групп патогенности (опасности), имеющие допуск к работе с ПБА III-IV групп на основании приказа руководителя учреждения. Специалисты, проводящие диагностические исследования на туляремию, должны иметь необходимые профессиональные навыки в соответствии с номенклатурой проводимых исследований (прилож.8).

Специалисты, осуществляющие деятельность, связанную с использованием возбудителей инфекционных болезней, должны иметь сертификат специалиста и повышать квалификацию не реже одного раза в пять лет.

Требования к обеспечению безопасности работы персонала

Каждая лаборатория, выполняющая исследования на туляремию, должна иметь пакет документов, определяющих режим безопасной работы сотрудников с учетом характера работ, особенностей технологии, свойств микроорганизмов. Документы должны быть согласованы с комиссией по контролю соблюдения требований биологической безопасности, специалистами по охране труда, противопожарным мероприятиям и утверждены руководителем учреждения. Результаты проверок знаний правил техники безопасности персонала при проведении работ фиксируются в специальном журнале.

Все сотрудники должны выполнять требования по обеспечению безопасности работы с материалом, подозрительным или зараженным возбудителями инфекционных болезней III-IV групп патогенности (опасности), в соответствии с действующими нормативными документами.

Сотрудники учреждения, привлекаемые к эпизоотологическому обследованию энзоотичной территории, должны быть вакцинированы против туляремии с последующим контролем уровня иммунитета и регистрацией результатов в специальном журнале.

Порядок организации внутреннего контроля качества лабораторных исследований

Контроль качества диагностических исследований на туляремию в лабораториях включает:

контроль качества диагностических препаратов и тест-систем, дистиллированной воды, химических реактивов и дезинфицирующих средств;

своевременную поверку средств измерений, аттестацию испытательного оборудования;

контроль качества стерилизации лабораторной посуды;

контроль работы паровых и суховоздушных стерилизаторов;

контроль работы бактерицидных ламп;

контроль температурного режима холодильников;

контроль температурного режима термостатов;

проверку состояния воздуха производственных помещений и боксов, температурного режима, влажности;

проверку санитарного состояния помещений, включая условия уборки, дезинфекции, контроль смывов с поверхностей и оборудования.

Результаты контроля фиксируют в специальных журналах.

Правила ведения документации

Ведение лабораторной документации, включая регистрационные и рабочие журналы, осуществляют в соответствии с требованиями действующих нормативно-методических документов.

Требования к материальным ресурсам, необходимым для выполнения диагностических исследований на туляремию

Для проведения диагностических исследований на туляремию в бактериологических лабораториях филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" должны быть в наличии:

диагностические препараты, тест-системы, зарегистрированные в установленном порядке (прилож.3);

химические реактивы (прилож.4);

приборы, оборудование, расходные материалы (прилож.5, 6).

Рекомендуется для забора материала иметь комплект медицинский (укладку универсальную для забора материала от людей и из объектов окружающей среды для исследования на особо опасные инфекционные болезни).

Персонал должен быть обеспечен спецодеждой и средствами индивидуальной защиты.

5.2.2. Номенклатура и объем исследований

Лаборатории филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальных образованиях в субъекте Российской Федерации при осуществлении эпидемиологического надзора проводят контроль состояния противотуляремийного иммунитета у вакцинированных людей.

Исследования осуществляют в следующем объеме:

1) выявление антител;

2) постановка реакции лизиса лейкоцитов.

Если лаборатория ЛПУ не выполняет серологические исследования на туляремию, сыворотку больных или с подозрением на это заболевание исследуют в филиале ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации (по договоренности).

5.2.3. Порядок лабораторной диагностики туляремии в лабораториях филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации

Состояние иммунитета у вакцинированных проверяют через 5 лет после вакцинации и в последующем - 1 раз в 2 года.

Контроль состояния противотуляремийного иммунитета осуществляют с помощью аллергологического (реакция лейкоцитолиза) или одного из серологических методов исследования (РА, реакция объемной агломерации, РНГА, ИФА). При этом предпочтительнее использовать серологические методы исследования. Материалом для исследования являются кровь и сыворотка крови вакцинированного. При необходимости можно использовать кровяно-капельную реакцию, которая позволяет выдать ответ в течение 5 мин и может быть поставлена с сухой каплей крови.

От больных или лиц с подозрением на туляремию в динамике заболевания исследуют парные сыворотки с интервалом 7-10 дней. Диагностически достоверным является 4-кратное и более увеличение титра антител.

Гиперчувствительность у вакцинированных и больных лиц определяют in vitro в реакции лейкоцитолиза в соответствии с действующими методическими указаниями по эпидемиологическому надзору за туляремией.

5.2.4. Оформление результатов исследования

Регистрацию результатов исследований в лабораториях филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации осуществляют в соответствии с учетными формами, установленными в учреждении. Выдача ответов - по унифицированным формам.

5.2.5. Порядок взаимодействия филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации с другими организациями Роспотребнадзора

Информация о результатах лабораторной диагностики туляремии в лаборатории филиала ФБУЗ Центр гигиены и эпидемиологии в субъекте Российской Федерации передаётся в соответствии с действующими нормативными документами.

5.3. Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации

5.3.1. Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации, в структуре которых отсутствуют отделы и лаборатории особо опасных инфекций

Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для лабораторий ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъектах Российской Федерации, в структуре которых отсутствуют отделы или лаборатории особо опасных инфекций, соответствует порядку организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для лабораторий филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации (раздел 5.2).

5.3.2. Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для лабораторий особо опасных инфекций ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации

5.3.2.1. Требования к лабораториям особо опасных инфекций ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации, осуществляющим исследования на туляремию.

Наличие разрешительных и регламентирующих работу документов

ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации, на базе которых функционируют лаборатории особо опасных инфекций, выполняющие исследования на туляремию, должны иметь лицензию на осуществление деятельности, связанной с использованием возбудителей II-IV групп патогенности (опасности).

Лаборатории ООИ ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации, осуществляющие исследования на туляремию, должны иметь санитарно-эпидемиологическое заключение о возможности проведения работ с микроорганизмами II-IV групп патогенности (опасности) в соответствии с действующими СП о порядке выдачи санитарно-эпидемиологического заключения о возможности проведения работ с возбудителями инфекционных болезней человека I-IV групп патогенности (опасности), генно-инженерно-модифицированными микроорганизмами, ядами биологического происхождения и гельминтами.

Лаборатории ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации должны быть аккредитованы на техническую компетентность в установленном порядке в соответствии с действующей законодательной базой Российской Федерации.

Учет, хранение, передача и транспортирование выделенных подозрительных культур возбудителя туляремии и/или проб клинического материала должны осуществляться в соответствии с действующими СП о порядке учета, хранения, передачи и транспортирования микроорганизмов I-IV групп патогенности.

Утилизация отходов должна осуществляться в соответствии с регламентированными санитарно-эпидемиологическими требованиями к обращению с медицинскими отходами.

Проведение исследований на всех этапах: отбор проб, их хранение, доставка в лабораторию, регистрация, порядок исследования, выдача результатов, взаимодействие с организациями Роспотребнадзора должны соответствовать требованиям действующих нормативных документов.

Требования к специалистам и персоналу, участвующим в выполнении исследований на туляремию

Исследования на туляремию могут выполнять специалисты не моложе 18 лет с высшим и средним медицинским, биологическим образованием, окончившие курсы подготовки по специальности "Бактериология" с основами безопасной работы с патогенными биологическими агентами (ПБА) I-II групп, имеющие допуск к работе с ПБА II-IV групп на основании приказа руководителя учреждения. Специалисты, проводящие исследования на туляремию, должны иметь необходимые профессиональные навыки (прилож.8).

Специалисты, осуществляющие деятельность, связанную с использованием возбудителей инфекционных болезней, должны иметь сертификаты и повышать квалификацию не реже одного раза в пять лет.

Требования к обеспечению безопасности работы персонала

Каждая лаборатория, осуществляющая исследования на туляремию, должна иметь пакет документов, определяющих режим безопасной работы сотрудников с учетом характера работ, особенностей технологии, свойств микроорганизмов. Документы должны быть согласованы с комиссией по контролю соблюдения требований биологической безопасности, специалистами по охране труда, противопожарным мероприятиям и утверждены руководителем учреждения. Результаты проверок знаний правил техники безопасности персонала при проведении работ фиксируются в специальном журнале.

Специалисты, осуществляющие эпизоотологическое обследование энзоотичной по туляремии территории и его лабораторное обеспечение, должны быть вакцинированы против туляремии с последующим контролем уровня иммунитета и регистрацией результатов в специальном журнале.

Все сотрудники должны выполнять требования по обеспечению безопасности работы с материалом, подозрительным или зараженным возбудителями инфекционных болезней I-II групп патогенности (опасности), в соответствии с действующими нормативными документами.

Порядок организации внутреннего контроля качества лабораторных исследований

Контроль качества диагностических исследований на туляремию в лабораториях ООИ ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" включает:

контроль качества питательных сред, диагностических препаратов и тест-систем, дисков с антибактериальными препаратами, дистиллированной воды, химических реактивов и дезинфицирующих средств;

своевременную поверку средств измерений, аттестацию испытательного оборудования;

контроль качества стерилизации лабораторной посуды;

контроль работы паровых и суховоздушных стерилизаторов;

контроль работы бактерицидных ламп;

контроль температурного режима холодильников;

контроль температурного режима термостатов;

проверку состояния воздуха производственных помещений и боксов, температурного режима, влажности;

проверку санитарного состояния помещений, включая условия уборки, дезинфекции, контроль смывов с поверхностей и оборудования.

Результаты контроля фиксируют в специальных журналах.

Правила ведения документации

Ведение лабораторной документации, включая регистрационные и рабочие журналы, осуществляют ежедневно в соответствии с требованиями действующих методических документов.

Требования к материальным ресурсам, необходимым для выполнения диагностических исследований на туляремию

Для проведения диагностических исследований на туляремию в лабораториях должны быть в наличии:

питательные среды, зарегистрированные в установленном порядке (прилож.2);

диагностические препараты, тест-системы, антибактериальные препараты, зарегистрированные в установленном порядке (прилож.3, 7);

химические реактивы (прилож.4);

приборы, оборудование, расходные материалы (прилож.5, 6);

комплект медицинский (укладка универсальная для забора материала от людей и из объектов окружающей среды для исследования на особо опасные инфекционные болезни).

Питательные среды подлежат обязательному контролю согласно действующим методическим указаниям по контролю диагностических питательных сред по биологическим показателям (для возбудителя туляремии).

5.3.2.2. Номенклатура и объем исследований.

Лаборатории ООИ ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъектах Российской Федерации, проводят:

исследование материала от больных и умерших с подозрением на туляремию;

исследование материала от лиц, подлежащих обследованию на туляремию в соответствии с требованиями эпиднадзора (по согласованию);

исследование проб, собранных в ходе эпизоотологического обследования территории;

исследование проб из объектов окружающей среды;

идентификацию выделенных культур возбудителя туляремии по сокращенной схеме;

контроль качества и ингибирующих свойств питательных сред.

Диагностические исследования материала осуществляют в следующем объеме:

а) индикация возбудителя в нативном материале методами экспресс- и ускоренной диагностики (МФА, ПЦР, ИФА, РА, РНГА, РНАт, селективное концентрирование на МИС с последующей постановкой ИФА);

б) постановка биологической пробы;

в) посев на питательные среды с целью выделения чистой культуры возбудителя;

г) выявление антител к возбудителю туляремии;

д) идентификация выделенной культуры по сокращенной схеме.

5.3.2.3. Порядок диагностических исследований на туляремию в лабораториях особо опасных инфекций ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации.

Порядок исследования клинического материала

Отбор материала осуществляют в соответствии с п.5.1.

Для выявления возбудителя туляремии используют диагностические препараты и сложные агаровые или желточные среды с добавлением цистеина, тканевых экстрактов, дефибринированной крови, глюкозы, зарегистрированные в установленном порядке. Каждая серия агара должна быть проверена на чувствительность к росту туляремийного микроба согласно действующим нормативно-методическим документам. Для подавления роста посторонней микрофлоры используют пенициллин (100 ед./мл), ампициллин (100 ед./мл), полимиксин В (50-100 мкг/мл), кефзол (или цефалексин), амфотерицин В (или амфоглюкамин), ристомицина сульфат и некоторые другие антибактериальные препараты.

Объекты с посевами инкубируют при температуре 37 °С. Просмотр посевов осуществляют через 24-48 ч (далее - ежедневно в течение 10 суток от момента посева).

Подготовку проб для ПЦР осуществляют в соответствии с требованиями методических указаний по организации работы лабораторий, использующих методы амплификации нуклеиновых кислот при работе с материалом, содержащим микроорганизмы I-IV групп патогенности.

Исследование материала от больного человека (трупа)

I этап:

приготовление мазков, окраска фиксированных мазков по Грамму, Романовскому-Гимзе, иммуноглобулинами флюоресцирующими туляремийными;

постановка ПЦР;

постановка иммуносерологических реакций для обнаружения антигенов и антител к возбудителю туляремии (РА, МФА, РНГА, РНАт, ИФА и др.);

постановка реакции лейкоцитолиза (кровь больного);

заражение биопробных животных (морские свинки внутрибрюшинно; белые мыши внутрибрюшинно или подкожно (кровь, пунктат бубона), подкожно (мокрота, мазок из зева, вскрывшийся бубон, отделяемое язвы, конъюнктивы);

посев на плотные питательные среды (кровь, пунктат бубона);

посев на плотные питательные среды с ингибиторами посторонней флоры (мокрота, мазок из зева, субстрат из вскрывшегося бубона, отделяемое язвы, конъюнктивы).

II этап (2-6 ч от начала исследования):

учет результатов МФА, ИФА, ПЦР;

учет результатов РА, РПГА и РНАт через 18-24 ч;

выдача предварительного положительного ответа на основании наличия в мазках мелких кокковидных палочек грамотрицательных или сиреневого цвета при окраске по Романовскому-Гимзе, их специфического свечения при окраске мазка иммуноглобулинами флуоресцирующими туляремийными, положительного результата ПЦР, положительных иммуносерологических реакций при отрицательных контролях.

III этап (48-72 ч от начала исследования):

просмотр посевов нативного материала на агаровых пластинках;

бактериоскопия мазков из подозрительных колоний (окраска по Граму);

постановка ИХ-теста для экспресс-идентификации туляремийного микроба с материалом из подозрительных колоний;

отсев подозрительных колоний туляремийного микроба на питательный агар для выделения чистой культуры;

выдача подтверждения предварительного положительного ответа на основании наличия характерного роста на плотных питательных средах, наличия в мазках из колоний мелких грамотрицательных кокковидных палочек, положительного ИХ-теста для экспресс-идентификации туляремийного микроба.

IV этап (3-5-е сутки от начала исследования):

после накопления чистой культуры постановка тестов для ее идентификации. Идентификацию выделенной культуры проводят по следующим тестам:

морфология клетки, характер окраски по Граму и иммуноглобулинами флуоресцирующими туляремийными;

характер роста на питательных средах FT-arape или на свернутой желточной среде Мак-Коя;

отсутствие роста на простых питательных средах (мясопептонном агаре и/или бульоне);

агглютинация культур специфической туляремийной сывороткой или постановка РЛА с выделенной культурой;

экспресс-идентификация туляремийного микроба с использованием ИХ-теста;

выявление видоспецифичных ДНК-мишеней методом ПЦР;

вскрытие павших биопробных животных, посев органов и крови на плотные питательные среды, приготовление и просмотр мазков-отпечатков органов, постановка ПЦР с суспензиями органов.

V этап (5-15-е сутки от начала исследования):

учет результатов идентификации культур;

просмотр посевов материала от павших биопробных животных;

вскрытие и исследование забитых биопробных животных;

выдача окончательного положительного ответа проводится на основании выделения чистой культуры туляремийного микроба из посевов нативного материала, его идентификации по морфологическим, культуральным свойствам, положительных результатов иммуносерологических реакций, наличию ДНК возбудителя, а также на основании выделения идентичных культур от павших или забитых лабораторных животных.

Вторая группа . Высоковосприимчивые, но малочувствительные млекопитающие (заражаются при попадании в организм единичных микробных клеток возбудителя туляремии, болеют тяжело, но быстро освобождаются от микроба, приобретая устойчивый иммунитет). К этой группе относятся полевая мышь, все виды крыс и сусликов, белки, бурундуки, бобры, ежи, выхухоль, кутора, белозубка и некоторые другие виды млекопитающих.

Третья группа . Маловосприимчивые и практически нечувствительные млекопитающие. К ним относится большинство хищных млекопитающих и сельскохозяйственных животных.

Схема исследования полевого материала

Лабораторное исследование полевого материала начинают сразу же после его поступления. Допускается его кратковременное хранение (не более 20 ч) при температуре от 4 до 6 °С. При вскрытии зверьков на месте сбора возможно хранение органов и доставка их в лабораторию в консерванте. Консервантами могут служить вазелино-парафиновая смесь (1 часть парафина и 10 частей вазелинового масла смешивают и стерилизуют 45 мин прогреванием на кипящей водяной бане), 5%-й раствор поваренной соли, кроме того, используют глубокое замораживание в жидком азоте и др. В консервантах и при низкой температуре органы животных можно сохранять в течение одного месяца.

Исследование проводят биологическим, бактериоскопическими (световая и люминесцентная микроскопия), бактериологическими (посев на питательные среды, выделение чистых культур и их идентификация), молекулярно-генетическим (ПЦР-анализ) и иммуносерологическими (РА, РЛА, РНГА, РНАт, РНАг, ИФА) методами. Схема исследования материала зависит от группы чувствительности животных и от того, в каком виде доставлен материал.

Мелких млекопитающих , добытых в природе орудиями лова или живыми, исследуют групповым методом, объединяя в одну пробу органы нескольких зверьков (5-10) одного вида и пойманных в одном месте.

Для исследования отбирают кусочки селезенки, печени, лимфатические узлы, кровь или "смывы" из грудной полости. Материал исследуют биологическим, молекулярно-генетическим и иммуносерологическими методами.

Суспензию органов используют для заражения биопробных животных и выявления антигенов и ДНК возбудителя туляремии. Сыворотку крови или "смывы" из грудной полости исследуют на наличие антител к возбудителю туляремии.

Трупы зверьков , погибших в природе, павших в лаборатории, или животных, у которых при вскрытии обнаружены патолого-анатомические изменения, характерные для туляремии, подвергают индивидуальному исследованию. Кусочки селезенки, печени, почек, лимфатические узлы, костный мозг исследуют биологическим, бактериологическим, молекулярно-генетическим и иммуносерологическими методами.

В условиях установленной эпизоотии при исследовании животных первой группы можно ограничиться посевом органов на питательные среды и бактериоскопией мазков из органов, сохраняя часть их на холоде до получения результатов исследований. В сомнительных случаях прибегают к биологическому методу. Животных второй и третьей групп биологическим методом исследуют обязательно.

Вероятность обнаружения возбудителя туляремии в органах животных первой группы при микроскопическом исследовании (лучше использовать люминесцентную микроскопию) значительно выше, чем при бактериоскопии мазков из органов трупов животных второй группы.

Домашние животные (крупный рогатый скот, свиньи, овцы, северные олени) относятся к видам, малочувствительным к туляремии (третья группа). При их исследовании используют главным образом иммуносерологические методы (РА, РНГА, ИФА), реже - внутрикожную пробу с тулярином. Бактериологический и биологический методы применяют только при обследовании павших, забитых или больных животных. Исследуют в первую очередь лимфатические узлы и селезенку. При серологическом исследовании следует учитывать возможность обнаружения перекрестных реакций с бруцеллами и микробной флорой кишечника животных. Целесообразно исследовать сыворотки домашних животных, по крайней мере, в двух серологических реакциях. Положительные реакции в РНГА следует контролировать в РТНГА.

Погадки хищных птиц и помет хищных млекопитающих рекомендуется исследовать индивидуально. Гибель туляремийного микроба в погадках и помете происходит быстро (в первые сутки; при отрицательных температурах, возможно, медленнее), в связи с чем биологическое и бактериологические исследования этого материала нецелесообразны. Пробы погадок и помета используют для поиска антигена возбудителя туляремии иммуносерологическими методами и ДНК методом ПЦР.

Кровососущих насекомых и других беспозвоночных животных исследуют групповым методом, в одну пробу объединяют насекомых или беспозвоночных животных одного вида (рода) и добытых из одного места.

Взрослых иксодовых клещей объединяют до 50 особей.

Личинок объединяют по 100-200 экземпляров, нимф - по 50-100 в зависимости от степени их упитанности. Промывание личинок и нимф иксодовых клещей в спирте не проводят, т.к. это может повредить анализу.

Блох, гамазовых клещей, вшей сортируют по видам (родам), а также по видам зверьков, с которых они были собраны, помещают в стерильные пробирки и далее подвергают обработке по той же методике, что личинок и нимф иксодовых клещей.

Кровососущих двукрылых насекомых усыпляют парами эфира для ограничения подвижности. У слепней предварительно отстригают конечности и крылья, комаров и мошек исследуют целиком. В один анализ включают до 25-50 слепней или до 100 комаров, или до 250 мошек.

Гидробионтов - ручейников, бокоплавов, дафний, циклопов и других перед исследованием промывают в нескольких порциях воды и 1-2 порциях стерильной дистиллированной воды. У животных, имеющих чехлики или раковинки, последние по возможности удаляют. Животных объединяют в группы по 5-10-50 экземпляров в зависимости от размеров особей отдельных видов.

Обнаружение туляремийного микроба или его ДНК в организме беспозвоночных наиболее эффективно при использовании биологического метода и ПЦР. Также возможно обнаружение специфического антигена туляремийного ЛПС с помощью ИХ-теста.

Пробы воды (100-200 мл) берут из различных водоемов: речек, ручьев, прудов, озер, болот, колодцев и т.п. Наиболее эффективно исследование воды в поименно-болотных очагах туляремии в зимнее время. Пробы берутся в затененном месте, на глубине 10-20 см от поверхности стоячей или слабопроточной воды. Из каждой точки следует брать по 2 пробы. Отбирают пробы в местах обитания зверьков (возле кормовых столиков, нор, хаток бобров или ондатр). Для концентрирования возбудителя используют фильтрование, центрифугирование, магнитные сорбенты и другие приемы. Для исследования используют биологический метод (белой мыши вводят подкожно до 1 мл, а морской свинке - до 5 мл воды), молекулярно-генетический и иммуносерологические методы, направленные на выявление ДНК и антигенов возбудителя туляремии.

Произошла ошибка

Платеж не был завершен из-за технической ошибки, денежные средства с вашего счета
списаны не были. Попробуйте подождать несколько минут и повторить платеж еще раз.

ГОСТ 33216-2014

Группа Т58

МЕЖГОСУДАРСТВЕННЫЙ СТАНДАРТ

РУКОВОДСТВО ПО СОДЕРЖАНИЮ И УХОДУ ЗА ЛАБОРАТОРНЫМИ ЖИВОТНЫМИ

Guidelines for accommodation and care of animals. Species-specific provisions for laboratory rodents and rabbits

МКС 13.020.01

Дата введения 2016-07-01

Предисловие

Цели, основные принципы и основной порядок проведения работ по межгосударственной стандартизации установлены в ГОСТ 1.0-92 "Межгосударственная система стандартизации. Основные положения" и ГОСТ 1.2-2009 "Межгосударственная система стандартизации. Стандарты межгосударственные, правила, рекомендации по межгосударственной стандартизации. Правила разработки, принятия, применения, обновления и отмены"

Сведения о стандарте

1 РАЗРАБОТАН Некоммерческим партнерством "Объединение специалистов по работе с лабораторными животными" (Rus-LASA)

2 ВНЕСЕН Техническим комитетом по стандартизации ТК 339 "Безопасность сырья, материалов и веществ"

3 ПРИНЯТ Межгосударственным советом по стандартизации, метрологии и сертификации (протокол от 22 декабря 2014 г. N 73-П)

Краткое наименование страны по МК (ИСО 3166) 004-97		Сокращенное наименование национального органа по стандартизации
Азербайджан		Азстандарт
Беларусь		Госстандарт Республики Беларусь
Казахстан		Госстандарт Республики Казахстан
Киргизия		Кыргызстандарт
Молдова		Молдова-Стандарт
Россия		Росстандарт

4 Приказом Федерального агентства по техническому регулированию и метрологии от 9 ноября 2015 г. N 1733-ст межгосударственный стандарт ГОСТ 33216-2014 введен в действие в качестве национального стандарта Российской Федерации с 1 июля 2016 г.

5 Настоящий стандарт соответствует международному документу European Convention for the protection of Vertebrate animals used for experimental and other scientific purposes (ETS N 123)* (Европейская конвенция о защите позвоночных животных, используемых в экспериментах и в других научных целях (ETS N 123)).
________________
* Доступ к международным и зарубежным документам, упомянутым здесь и далее по тексту, можно получить, перейдя по ссылке на сайт http://shop.cntd.ru . - Примечание изготовителя базы данных.


Перевод с английского языка (en).

Степень соответствия - неэквивалентная (NEQ)

6 ВВЕДЕН ВПЕРВЫЕ


Информация об изменениях к настоящему стандарту публикуется в ежегодном информационном указателе "Национальные стандарты", а текст изменений и поправок - в ежемесячном информационном указателе "Национальные стандарты". В случае пересмотра (замены) или отмены настоящего стандарта соответствующее уведомление будет опубликовано в ежемесячном информационном указателе "Национальные стандарты". Соответствующая информация, уведомление и тексты размещаются также в информационной системе общего пользования - на официальном сайте Федерального агентства по техническому регулированию и метрологии в сети Интернет

Введение

Введение

Государства - члены Совета Европы приняли решение о том, что их целью является охрана животных, используемых для экспериментальных и других научных целей, которое является гарантией того, что возможные боль, страдание, дистресс или повреждения, имеющие длительные последствия для здоровья, возникающие в результате процедур, будут сведены к минимуму.

Результатом стало подписание и ратификация большинством государств - членов Совета Европы (все государства Евросоюза, а также Македония, Норвегия, Сербия, Соединенное Королевство Великобритании и Северной Ирландии, Швейцария) Конвенции об охране позвоночных животных, используемых для экспериментов или в других научных целях ETS N 123, Страсбург, 18 марта 1986 г. (далее Конвенция).

Конвенция распространяет свое действие на все виды деятельности, связанные с использованием лабораторных животных: размещение и уход за ними, проведение экспериментов, гуманное умерщвление (эвтаназия), выдача разрешений на использование животных в процедурах, контроль над заводчиками, поставщиками и пользователями, обучение и профессиональная подготовка кадров, статистический учет. Конвенция имеет два технических приложения, содержащих руководство по содержанию и уходу за лабораторными животными (приложение А) и таблицы для представления статистической информации о количестве животных, использованных в научных целях (приложение В).

Минимум один раз в пять лет Конвенция подлежит пересмотру в ходе многосторонних консультаций сторон, проводимых рабочей группой, с целью анализа соответствия ее положений меняющимся обстоятельствам и новым научным данным. В результате принимается решение о пересмотре отдельных положений Конвенции или продлении их действия.

В ходе консультаций стороны привлекают государства, не являющиеся членами Совета Европы, а также взаимодействуют с негосударственными организациями, представляющими интересы ряда специалистов: исследователей, ветеринарных врачей, заводчиков лабораторных животных, ассоциаций по защите прав животных, специалистов в области наук о животных, представителей фарминдустрии и других, которые присутствуют на собраниях рабочей группы в качестве наблюдателей.

В 1998 г. стороны, подписавшие Конвенцию, приняли решение о пересмотре Приложения А. Рабочая группа завершила пересмотр приложения А на 8-м собрании (22-24 сентября 2004 г.) и предоставила его на утверждение Многосторонней консультации сторон. 15 июня 2006 г. 4-я Многосторонняя консультация сторон по Европейской Конвенции об охране позвоночных животных, используемых в экспериментах и в других научных целях приняла пересмотренное приложение А к Конвенции. Настоящее приложение устанавливает требования к содержанию и уходу за животными, основанные на современных знаниях и надлежащей практике. Оно поясняет и дополняет основные положения статьи N 5 Конвенции. Цель настоящего приложения - помощь государственным органам, институтам и физическим лицам в их стремлении к достижению целей Совета Европы в данном отношении.

Глава "Общая часть" является руководством по размещению, содержанию и уходу за всеми животными, используемыми в экспериментальных и иных научных целях. Дополнительные рекомендации по наиболее часто используемым видам приведены в соответствующих разделах. В случае отсутствия информации в таком разделе следует соблюдать требования, приведенные в общей части.

Видоспецифичные разделы составлены на основании рекомендаций экспертных групп по работе с грызунами, кроликами, собаками, кошками, хорьками, нечеловекообразными приматами, сельскохозяйственными животными, мини-свиньями, птицами, амфибиями, рептилиями и рыбами. Экспертные группы предоставили дополнительную научно-практическую информацию, на основании которой были даны рекомендации.

Приложение А включает советы по дизайну помещений для содержания животных (вивариев), а также рекомендации и руководства по соблюдению требований Конвенции. Однако рекомендуемые стандарты помещений являются минимально допустимыми. В ряде случаев может потребоваться их увеличение, так как индивидуальные потребности в микроокружении могут существенно отличаться в зависимости от вида животных, их возраста, физического состояния, плотности содержания, целей содержания животных, например, для разведения или экспериментов, а также от длительности их содержания.

Пересмотренное приложение А вступило в силу через 12 месяцев после его принятия - 15 июня 2007 г.

Настоящий стандарт разработан с учетом нормативных положений Европейской конвенции о защите позвоночных животных, используемых в экспериментах и в других научных целях (ETS N 123), в частности приложения А и статьи N 5 Конвенции.

Серия ГОСТ "Руководство по содержанию и уходу за лабораторными животными" разработана на основе и включает все положения приложения А к Конвенции об охране позвоночных животных, используемых в экспериментах и в других научных целях, и, таким образом, эти стандарты гармонизированы с европейскими требованиями в данной области.

1 Область применения

Настоящий стандарт устанавливает общие требования к размещению, содержанию и уходу за лабораторными грызунами и кроликами, используемыми в учебных, экспериментальных и иных научных целях.

2 Нормативные ссылки

В настоящем стандарте использована нормативная ссылка на следующий стандарт:

ГОСТ 33215-2014 Руководство по содержанию и уходу за лабораторными животными. Правила оборудования помещений и организации процедур

Примечание - При пользовании настоящим стандартом целесообразно проверить действие ссылочных стандартов в информационной системе общего пользования - на официальном сайте Федерального агентства по техническому регулированию и метрологии в сети Интернет или по ежегодному информационному указателю "Национальные стандарты", который опубликован по состоянию на 1 января текущего года, и по выпускам ежемесячного информационного указателя "Национальные стандарты" за текущий год. Если ссылочный стандарт заменен (изменен), то при пользовании настоящим стандартом следует руководствоваться заменяющим (измененным) стандартом. Если ссылочный стандарт отменен без замены, то положение, в котором дана ссылка на него, применяется в части, не затрагивающей эту ссылку.

3 Термины и определения

В настоящем стандарте применены термины с соответствующими определениями - по ГОСТ 33215-2014 .

4 Видоспецифичные требования к содержанию грызунов

4.1 Введение

4.1.1 Мыши

Лабораторная мышь была выведена из дикой домовой мыши (Mus musculus), норного и лазающего зверька, ведущего преимущественно ночной образ жизни и строящего гнезда для регуляции условий микросреды, укрытия и репродукции. Мыши очень хорошо лазают, однако неохотно пересекают открытые пространства и предпочитают держаться ближе к укрытиям - стенам или другим объектам. Тип социальной организации сообществ мышей варьирует и определяется в основном плотностью популяции. У репродуктивно активных самцов наблюдается выраженное территориальное поведение, беременные и кормящие самки могут проявить агрессию при защите гнезд. Так как мыши, особенно альбиносы, имеют плохое зрение, они в основном полагаются на обоняние и оставляют мочевые метки на участке обитания. У мышей также очень острый слух, они чувствительны к ультразвуку. Существуют значительные различия в поведении мышей разных линий.

4.1.2 Крысы

Лабораторная крыса была выведена из серой крысы (Rattus norvegicus). Крысы - социальные животные, они избегают открытые пространства и используют мочевые метки для маркировки территории. Обоняние и слух у них развиты сильно, при этом крысы особо чувствительны к ультразвуку; дневное зрение - слабое, но у некоторых пигментированных линий при неярком свете зрение достаточно острое. Крысы-альбиносы избегают освещенности свыше 25 люкс (лк). Активность крыс повышается в ночные часы. Молодые животные очень любопытны и часто устраивают социальные игры.

4.1.3 Песчанки

Монгольская или Полуденная песчанка (Meriones sp.) - социальное животное, ведущее преимущественно ночной образ жизни, однако в лабораторных условиях сохраняющее активность и при дневном свете. В дикой природе песчанки роют норы с туннельными входами для защиты от хищников и поэтому в лабораторных условиях зачастую демонстрируют стереотипное рытье, если им не предоставлены условия для рытья нор.

4.1.4 Хомячки

Дикий предок лабораторного хомячка - Mesocricetus sp. - животное, ведущее преимущественно одиночный образ жизни. Самки хомячков крупнее и агрессивнее самцов и могут сильно травмировать своего партнера. Хомячки часто устраивают в клетке обособленное место для туалета и маркируют территорию секретами желез, находящимися по бокам тела. Самки хомячков часто поедают детенышей, чтобы уменьшить количество потомства.

4.1.5 Морские свинки

Дикие морские свинки (Cavia porcellus) - социальные, активно перемещающиеся грызуны, которые никогда не роют норы, однако селятся в укрытиях или используют чужие норы. Взрослые самцы могут быть агрессивны по отношению друг к другу, но в целом агрессия наблюдается редко. Морские свинки имеют обыкновение замирать, если услышат неожиданный звук. Они могут целой группой панически броситься прочь в ответ на резкое и неожиданное движение. Морские свинки особенно чувствительны к перемещениям с места на место и после этого могут замирать на тридцать и более минут.

4.2 Контроль среды обитания

4.2.1 Вентиляция - по ГОСТ 33215-2014 , п.4.1.

4.2.2 Температура

Грызунов следует содержать при температуре от 20°С до 24°С. При групповом содержании температура в клетках со сплошным дном чаще бывает выше комнатной, и даже при хорошо работающей вентиляции может превышать ее на 6°С. Материал для строительства гнезд и домики позволяют животным самостоятельно контролировать микроклимат. Особое внимание следует уделять поддержанию температуры в барьерных системах и там, где содержатся животные, лишенные шерстного покрова.

4.2.3 Влажность

Относительная влажность в помещениях для содержания грызунов должна поддерживаться в диапазоне от 45% до 65%. Исключением являются песчанки, которых следует содержать при 35-55% относительной влажности.

4.2.4 Освещение

Освещенность клетки должна быть низкой. Стеллажи для клеток должны иметь затемненную верхнюю полку для снижения риска дегенерации сетчатки глаза у животных, особенно альбиносов, содержащихся в клетках верхнего яруса. Для наблюдения за животными в темноте в период их активной фазы, можно использовать невидимый грызунами красный свет.

4.2.5 Шум

Так как грызуны очень чувствительны к ультразвуку и используют его для общения, необходимо свести к минимуму посторонние звуковые сигналы в данном диапазоне. Ультразвук (свыше 20 кГц), издаваемый лабораторным оборудованием, в том числе капающими кранами, колесиками тележек и компьютерными мониторами, может стать причиной аномального поведения и нарушений репродуктивного цикла у животных. Рекомендуется периодически измерять уровень шума в помещениях для содержания животных в широком диапазоне частот и в течение длительного времени.

4.2.6 Требования к системам тревожной сигнализации - по ГОСТ 33215-2014 , п.4.6.

4.3 Условия и факторы, влияющие на здоровье животных, приведены в ГОСТ 33215-2014 , п.6.1 и 6.4.

4.4.1 Размещение

Социальные животные должны содержаться постоянными и гармоничными группами, хотя в отдельных случаях, например, при совместном содержании взрослых самцов мышей, хомячков или песчанок, групповое содержание проблематично из-за внутривидовой агрессии.

Если существует риск возникновения агрессии или травм, животных можно содержать индивидуально. Следует избегать нарушения стабильных и гармоничных групп, так как это может вызвать очень сильный стресс у животных.

4.4.2 Обогащение среды обитания

Клетки и материалы, используемые для обогащения среды, должны позволять животным проявлять нормальное поведение и снижать вероятность возникновения конфликтных ситуаций.

Подстил и материалы для создания гнезд, а также укрытия - важные компоненты среды обитания грызунов, используемых для разведения, поддержания колонии или в эксперименте. Они должны присутствовать в клетке постоянно, за исключением случаев, когда это противоречит ветеринарным соображениям или нарушает благосостояние животных. В случае необходимости удаления таких материалов из клеток следует согласовывать это с персоналом по уходу за животными и компетентным лицом, наделенным консультативными полномочиями по вопросам благополучия животных.

Материал для строительства гнезд должен позволять животным создавать законченное закрытое гнездо. При отсутствии такой возможности следует предоставлять животным домики для гнездовья. Подстилочный материал должен впитывать мочу и использоваться животными для оставления мочевых меток. Материалы для создания гнезд необходимы мышам, крысам, хомякам и песчанкам, так как позволяют им создавать подходящее микроокружение для отдыха и размножения. Гнездовые домики и другие укрытия важны для морских свинок, хомяков и крыс.

Морским свинкам всегда следует предоставлять материалы, такие как сено, чтобы они могли жевать его и прятаться в нем.

Деревянные палочки для грызения и жевания могут использоваться в качестве обогащения среды обитания всех лабораторных грызунов.

Представители большинства видов грызунов пытаются разделить клетку на несколько зон - для потребления и хранения корма, отдыха и мочеиспускания. В основе такого разделения может лежать запаховая метка, а не физический барьер, но, тем не менее, частичные заграждения могут быть полезны, так как они позволяют животным инициировать контакты с соседями по клетке или, наоборот, избегать их. Для усложнения среды очень рекомендуется использовать дополнительные объекты. Тубы, коробки и стеллажи для лазания - примеры конструкций, успешно используемых для грызунов. Помимо этого, они позволяют увеличить полезную площадь клетки.

Песчанки нуждаются в большем пространстве, чем грызуны других видов. Площадь клетки должна позволять им заниматься строительством и/или использовать норы подходящего размера. Песчанкам необходим толстый слой подстила для копания, построения гнезд и рытья нор, длина которых должна достигать 20 см.

Следует предусмотреть использование полупрозрачных или слегка окрашенных клеток, обеспечивающих хороший обзор для наблюдения за животными без причинения им беспокойства.

Те же принципы в отношении качества и количества пространства, материалов для обогащения среды и других требований, изложенных в настоящем документе, должны применяться к барьерным системам, например, к системам индивидуально вентилируемых клеток (ИВК), хотя особенности их конструкции могут потребовать изменений в реализации вышеизложенных принципов.

4.4.3 Ограждения: размеры и структура пола

Клетки должны быть сделаны из материалов, легко поддающихся чистке, а их дизайн - обеспечивать проведение наблюдений без причинения беспокойства животным.

Как только молодые животные становятся активными, им требуется пропорционально больше пространства, чем взрослым особям.

4.4.3.1 Размеры

В этой и последующих таблицах, представляющих рекомендации по содержанию грызунов, "высота клетки" означает расстояние между полом и верхом клетки, при этом более 50% минимальной площади клетки должно иметь данную высоту до помещения туда материалов для создания богатых стимулами условий (обогащение среды).

При планировании процедур необходимо учитывать возможность роста животных, для того чтобы обеспечить их достаточным жизненным пространством (как подробно показано в таблицах 1-5) на весь период исследования.

4.4.3.2 Структура пола

Сплошной пол с подстилочным материалом или пол с перфорацией, предпочтительнее решетчатых или сетчатых полов. В случае использования клеток с решетчатыми или сетчатыми полами животных необходимо, если это не противоречит условиям эксперимента, обеспечить сплошными или покрытыми подстилом участками пола для отдыха. Для морских свинок альтернативой могут быть перекладины. Допускается не использовать подстилочный материал при проведении спаривания животных.

Сетчатые полы могут стать причиной получения серьезных травм, поэтому следует тщательно проверять их на наличие плохо закрепленных деталей и острых выступов и своевременно их устранять.

Самки на поздних сроках беременности, во время родов и кормления детенышей должны содержаться исключительно в клетках со сплошным дном и подстилочным материалом.

Таблица 1 - Мыши: минимальные размеры клеток (ограждений)

		Мин. размер, см	Площадь/животное, см	Мин. высота, см
В колонии и во время опытов
Разведение
		Для моногамных пар (аутбредные или инбредные животные) или триад (инбредные). Для каждой доп. самки с пометом должно быть добавлено 180 см
В колонии у заводчика* Площадь пола клетки 950 см
Площадь пола клетки 1500 см
* В течение короткого периода после отлучения от матери мыши могут содержаться в группах большей плотности при условии их размещения в больших клетках с достаточно обогащенной средой, если при этом не наблюдается признаков нарушения их благосостояния, например: усиления агрессии, повышения заболеваемости и смертности, а также возникновения стереотипии и других нарушений нормального поведения, потери веса или прочих физиологических или поведенческих реакций, вызванных стрессом.

Таблица 2 - Крысы: минимальные размеры клеток (ограждений)

		Мин. размер, см	Площадь/животное, см	Мин. высота, см
В колонии и во время опытов*
Разведение
		Самка с пометом; для каждого доп. взрослой крысы должно быть добавлено 400 см
В колонии у заводчика** Клетка - 1500 см
В колонии у заводчика** Клетка - 2500 см
* В продолжительных исследованиях животных следует обеспечивать клетками соответствующего размера, позволяющими содержать их социальными группами. Поскольку в таких исследованиях сложно предугадать плотность колонии к концу эксперимента, допустимы случаи содержания животных в условиях с меньшей площадью на одно животное, чем указано выше. В таком случае приоритет следует отдавать постоянству группы. ** В течение короткого периода после отлучения от матери крысята могут содержаться в группах большей плотности при условии их размещения в больших клетках с достаточно обогащенной средой, если при этом не наблюдается признаков нарушения их благосостояния, таких как усиление агрессии, повышение уровня заболеваемости и смертности, а также возникновение стереотипии, и других нарушений нормального поведения, потери веса или прочих физиологических или поведенческих реакций, вызванных стрессом.

Таблица 3 - Песчанки: минимальные размеры клеток (ограждений)

		Мин. размер, см	Площадь/животное, см	Мин. высота, см
В колонии (в стоке) и во время опытов
Разведение
		Для моногамных пар или триад с пометом

Таблица 4 - Хомячки: минимальные размеры клеток (ограждений)

		Мин. размер, см	Площадь/животное, см	Мин. высота, см
В колонии и во время опытов
Разведение
		Самки или моногамные пары с пометом
В колонии у заводчика*
* В течение короткого периода после отлучения от матери хомячки могут содержаться в группах большей плотности при условии их размещения в больших клетках с достаточно обогащенной средой, если при этом не наблюдается признаков нарушения их благосостояния, например: усиления агрессии, повышения заболеваемости и смертности, а также возникновения стереотипии и других нарушений нормального поведения, потери веса или прочих физиологических или поведенческих реакций, вызванных стрессом.

Таблица 5 - Морские свинки: минимальные размеры клеток (ограждений)

		Мин. размер, см	Площадь/животное, см	Мин. высота, см
В колонии и во время опытов
Разведение
		Пары с пометом; для каждой доп. самки должно быть добавлено 1000 см

4.4.4 Кормление - по ГОСТ 33215-2014 , п.6.6.

4.4.5 Поение - по ГОСТ 33215-2014 , п.6.7.

4.4.6 Подстилочный, гнездовой и абсорбирующий материал - по ГОСТ 33215-2014 , п.6.8.

4.4.7 Чистка клеток

Несмотря на необходимость поддержания высоких гигиенических норм, может оказаться целесообразным оставлять животным некоторое количество запаховых меток. Следует избегать слишком частой чистки клеток, особенно при содержании беременных самок и самок с потомством, так как причиняемое беспокойство может стать причиной поедания потомства самкой или нарушения ее материнского поведения.

Решение о частоте проведения чистки клеток должно приниматься с учетом типа используемой клетки, вида животных, плотности колонии, способности вентиляционных систем поддерживать необходимое качество воздуха в помещении.

4.4.8 Обращение с животными

Следует стремиться к тому, чтобы причинять животным минимальное беспокойство и не нарушать условия их содержания, что особенно важно для хомячков.

4.4.9 Эвтаназия - по ГОСТ 33215-2014 , п.6.11.

4.4.10 Ведение учетных записей - по ГОСТ 33215-2014 , п.6.12.

4.4.11 Идентификация - по ГОСТ 33215-2014 , п.6.13.

5 Видоспецифичные требования к содержанию кроликов

5.1 Введение

В природных условиях кролики (Oryctolagus cuniculi) живут колониями. При содержании в неволе им необходимо предоставлять достаточно пространства с обогащенной средой, нехватка которого может привести к утрате нормальной двигательной активности и возникновению скелетных аномалий.

5.2 Контроль среды обитания

5.2.1 Вентиляция - по ГОСТ 33215-2014 , п.4.1.

5.2.2 Температура

Кроликов следует содержать при температуре от 15°С до 21°С. Температура в ограждениях со сплошным дном, где содержится группа кроликов, чаще всего бывает выше комнатной и даже при хорошо работающей системе вентиляции может превышать ее на 6°С.

Материал для строения гнезд и/или домики дают животным возможность самостоятельно контролировать микроклимат. Особое внимание следует уделять показаниям температуры в барьерных системах.

5.2.3 Влажность

Относительная влажность воздуха в помещениях для содержания кроликов не должна быть ниже 45%.

5.4.1 Размещение

Молодых кроликов и самок следует содержать гармоничными группами. Одиночное содержание допустимо, если его причинами являются благосостояние животного или ветеринарные соображения. Решение о возможности одиночного содержание животных в экспериментальных целях должно приниматься после консультации с персоналом по уходу за животными и ответственным лицом, наделенным консультативными полномочиями по вопросам физического и психического состояния животных. Взрослые некастрированные самцы могут проявлять территориальную агрессию, поэтому их не следует держать вместе с другими некастрированными самцами. Для группового содержания молодняка и взрослых самок кроликов прекрасно зарекомендовали себя напольные загоны с насыщенной средой обитания. Тем не менее, следует внимательно следить за группой, чтобы предупредить возможную агрессию. Идеально подходят для группового содержания однопометники, живущие совместно с момента отлучения их от матери. В тех случаях, когда невозможно групповое содержание, животные должны находиться как можно ближе друг к другу, в пределах видимости.

5.4.2 Обогащение среды обитания

Подходящими материалами для обогащения среды обитания кроликов являются грубые корма, блоки сена или палочки для жевания, а также конструкции, позволяющие укрыться.

В напольных загонах для группового содержания следует предусмотреть размещение разделительных барьеров и сооружений-укрытий, позволяющих животным наблюдать оттуда. При разведении кроликов следует обеспечивать гнездовым материалом и родильными ящиками.

5.4.3 Ограждения: размеры и структура пола

Преимущество следует отдавать прямоугольным клеткам, в которых должна быть приподнятая область, площадью не превышающая 40% общей площади пола. Полка должна позволять животным сидеть и лежать, а также свободно двигаться под ней. Хотя высота клетки должна позволять кролику сидеть, не касаясь кончиками поднятых ушей потолка, такое же требование к приподнятой площадке не предъявляется. Если есть достаточные научные или ветеринарные основания для того, чтобы не размещать в клетке такую полку, то площадь клетки должна быть на 33% больше для одного кролика и на 60% - для двух кроликов. Там, где это возможно, кроликов следует содержать в загонах.

5.4.3.1 Размеры

Таблица 6 - Кролики старше 10 недель: минимальные размеры ограждений

	Мин. площадь для 1-2 социально подходящих друг другу животных, см	Мин. высота, см

Данные таблицы 6 относятся и к клеткам, и к вольерам. В клетках должна присутствовать приподнятая площадка (см. таблицу 9). Вольеры должны быть оборудованы разделительными барьерами, позволяющими животным инициировать социальные контакты или избегать их. Для каждого с 3-го по 6-го подсаживаемого в вольер кролика к площади вольера следует добавить 3000 см, а для каждого последующего - 2500 см.

Таблица 7 - Самка кролика с детенышами: минимальные размеры ограждений

Вес самки, кг	Мин. размер, см	Дополнительное пространство для гнезд, см	Мин. высота, см

Как минимум за 3-4 дня до родов самке следует предоставить отдельный отсек или родильный ящик, в котором она может построить гнездо. Лучше, если родильный ящик будет размещен вне места постоянного содержания самки. Следует также предоставить солому или другой материал для обустройства гнезда. Ограждение для разведения кроликов должно быть организовано таким образом, чтобы самка могла уйти от своих подросших крольчат, способных покинуть гнездо, в отдельный отсек, укрытие или на приподнятую площадку. После отлучения от матери кроликов из одного помета следует как можно дольше содержать вместе в том же ограждении, где они родились.

В ограждении для разведения допускается содержать до восьми однопометников до достижения ими возраста семи недель. Пять однопометников 8-10-недельного возраста можно содержать на минимально допустимой площади ограждения.


Таблица 8 - Кролики моложе 10-недельного возраста: минимальные размеры ограждений

Возраст, нед.	Мин. размер клетки, см	Мин. площадь/животное, см	Мин. высота, см

Данные таблицы 8 относятся и к клеткам, и к вольерам. Вольеры должны быть оборудованы разделительными барьерами, позволяющими животным инициировать социальные контакты или избегать их. После отлучения от матери однопометников следует как можно дольше содержать вместе в том же ограждении, где они родились.


Таблица 9 - Кролики старше 10-недельного возраста: оптимальные размеры приподнятой площадки в ограждениях, имеющих размеры, указанные в таблице 6.

Возраст, нед.		Оптимальный размер площадки, смсм	Оптимальная высота площадки от пола клетки, см

Для обеспечения правильного использования приподнятой площадки и ограждения в целом в таблице 9 приводятся оптимальные размеры и высота, на которой находится площадка. Допускается отклонение до 10% в сторону уменьшения или увеличения заданных размеров. Если имеются достаточные научные или ветеринарные основания для того, чтобы не размещать в ограждении такую полку, то площадь ограждения должна быть на 33% больше для одного кролика и на 60% - для двух кроликов с целью обеспечения их пространством для нормальной двигательной активности и возможностью избегать контакта с доминирующей особью.

Для кроликов не старше 10-недельного возраста оптимальные размеры приподнятой площадки составляют 55 см25 см, а высота ее над уровнем пола должна позволять животным пользоваться и площадкой, и пространством под ней.

5.4.3.2 Дно клеток

Не следует использовать ограждения с решетчатыми полами без обеспечения участка, достаточного для единовременного отдыха всех животных. Сплошные полы с подстилочным материалом или полы с перфорацией лучше решетчатых или сетчатых.
МКС 13.020.01

Ключевые слова: лабораторные животные, грызуны, кролики

Электронный текст документа
подготовлен АО "Кодекс" и сверен по:
официальное издание
М.: Стандартинформ, 2016

2019-01-10T13:50:20+03:00

Кроликов, крыс, собак, кошек используют в экспериментах научно-исследовательских институтов и других организаций на протяжении десятилетий. Они живут в вивариях – специальные помещениях для содержания лабораторных животных. К этим помещениям и уходу за самими животными предъявляют особые требования – ведь для сохранения идеального здоровья животных зачастую и зависит чистота эксперимента.

Правила содержания лабораторных животных зависят от особенностей вида и подвида животного, в ряде случаев – его породы, размера, физиологических особенностях (если речь идет о собаках). Их обеспечивают всем необходимым: пространством, солнечным светом, свежим воздухом, кормом и водой. Особые (общие для всех животных) требования предъявляют к помещению, где они будут находиться – виварию.

Виварий должен находиться в сухом месте, на возвышенности. Низины, подвалы и другие помещения, изначально неприспособленные к содержанию животных, использовать нельзя.

Рядом с виварием должен находиться земельный участок, защищенный от ветра. Для этого по периметру строят глухой забор. У входа в здание строят вольеры или ставят клетки. При необходимости над ними устанавливают навес.

Сам виварий делят на две части. В первой размещают самих животных. Во второй располагают подсобные помещения.

Как размещают животных?

За пределами здания можно держать кроликов и собак. Первых помещают в клетки, вторых – в вольеры на придомовой территории.

Основную часть здания делят на помещения, в каждом из которых могут содержать только один вид животных. Например, одну комнату обустраивают для собак, вторую – для обезьян, третью – для кошек. Грызунов (больших белых крыс, хомяков, морских свинок) разных видов можно держать в одном помещении – ввиду их размера.

Зачем нужны подсобные помещения?

• Кухня и кладовая . В кладовой держат корма, а в кухне, которая находится рядом, готовят.
• Комната для персонала . Здесь сотрудники вивария переодеваются, оставляют повседневные вещи и хранят спецодежду и спецобувь. К комнате должен примыкать душ.
• Карантин . Это первое помещение, куда помещают животное, когда его только привезли в виварий. Здесь его проверяют на заразные заболевания. После карантина его отправляют в основную часть здания.
• Изолятор . В изолятор помещают заболевших животных из основной части вивария.
• Клиника . Это комната, куда отвозят животных после хиругических вмешательств и экспериментов. Здесь их держат до тех пор, пока они не придут в норму.
• Секционная . Это помещение для хранения трупов, сюда переносят умерших животных. Здесь же производят вскрытие.
• Помещения для мойки инвентаря, клеток и спецодежды . Здесь должно быть все для дезинфекции оборудования.
• Крематорий Специальное помещение для утилизации трупов. Оборудуется печью и соответствующим инвентарём.
• Помещение для мойки животных . Содержание животных в чистоте – одно из непременных условий работы с лабораторными животными.

Во всех комнатах, где временно или постоянно находятся подопытные, должны быть вольеры или клетки. Здесь создают все условия для нормального содержания лабораторных животных.

Технические требования к виварию

Содержание лабораторных животных в вивариях потенциально опасно для прилегающих территории и людей, которые находятся на ней. Умершие или больные кролики, собаки, кошки могут стать источником инфекции. А если в лаборатории испытывают вакцины или другие препараты против инфекционных заболеваний, то о безопасности следует позаботиться вдвойне.

В частности, в виварии должны быть водонепроницаемые полы. При их изготовлении делают небольшой уклон – так, чтобы влага стекала в канализационную систему. Полы могут быть изготовлены с применением бетона, асфальта, пластика, плитки. Стены также отделывают материалом, устойчивым к влаге и другим жидкостям: масляной краской, пластиковыми панелями, плиткой.

Инженерные системы:

• Система канализации вивария должна быть отделена от общей. Сточные воды перед тем, как попасть в общую систему, обеззараживаются. В системе также должны быть предусмотрены широкие стоки.
• Вентиляция, согласно правилам содержания лабораторных животных, должна быть представлена двумя системами – естественной и приточно-вытяжной.
• В здании устраивают центральное отопление, которое обеспечивает температуру от +12 до +18 градусов по Цельсию.

Специальные помещения для содержания лабораторных животных

Помимо перечисленных выше помещений в виварии могут быть дополнительные комнаты, где содержат животных с опасными инфекционными заболеваниями и радиоактивным заражением. Они должны быть изолированы от других помещений и иметь холодильник. Обычно к ним примыкают операционные.

Собаки, кошки, грызуны и их содержание

Как мы уже уточняли, разные виды животных требуют своего подхода к содержанию и рациону. Расскажем об основных требованиях к содержанию кошек, собак и грызунов.

Собаки

Минимальный размер клетки – 1,5 на 1,2 метра, пол в ней утепляют, делают с небольшим уклоном. Ее регулярно моют и дезинфицируют, а самих животных – купают.

В ряде случаев собак “обеззвучивают”: проводят операцию на голосовых связках под местной анестезией и морфином. Это снижает уровень шума в виварии с большим количеством собак, но делает их непригодными к сложным экспериментам: после операции у животных может развиться дыхательная недостаточность.

Кошки

Кошки плохо переносят содержание в клетках, поэтому их помещают в целые комнаты. По ним животные могут свободно гулять. В помещении должно быть тепло и светло, не душно. На стенах устанавливают полки, на которых кошки могут сидеть. На полу ставят ящик с наполнителем – кошачий туалет. Туалет очищают регулярно, убирают запах с помощью химических средств.

Совместное содержание кошек и котов допустимо после кастрации. Перед тем, как ставить эксперименты, животных некоторое время держат в лаборатории – пока не привыкнут.

Грызуны и кролики

Мелких животных – от кроликов и большой белой крысы до мышей – можно держать в одном помещении, даже если они относятся к разным видам. Их помещают в клетки, клетки устанавливают на стеллажи – в 30-50 см от стен и 50-70 см от пола. Предусматривают проход между стеллажами – шириной от 1 метра.

Клетки подбирают по размерам и количеству животных. Изготавливают их из стали, жести, пластика. Важно, чтобы материал был достаточно прочным. Здесь ставят поилку и кормушку, на стенке устанавливают табличку с информацией о животных.

Кроликов и морских свинок можно держать как в помещении, так и за его пределами. На свежем воздухе и солнце вырастают более крепкие и здоровые животные.

4.3. Полученные из специализированного питомника (расположенного в том же городе, районе) животные размещаются сроком на три дня для адаптации к новым условиям. Последующие сроки изоляции или карантина для этих животных, а также для животных, полученных из питомника в других городах, определяются в зависимости от условий содержания животных, характера предстоящих экспериментов, расстояния и условий перевозки и др.

4.4. Для животных, полученных не из специализированных питомников, устанавливается следующий срок их карантирования:

Для мышей и крыс - 14 дней;

Для морских свинок и кроликов - 21 день;

Для собак и кошек - 30 дней;

Для остальных животных и птиц - 21 день.

В отдельных случаях для использования в экспериментах беременных свинок, новорожденных и молодых животных, а также в краткосрочных опытах срок карантирования может быть сокращен при условии размещения этих животных в изолированных помещениях и соответствующего наблюдения.

4.5. В период карантина за животными ведется ежедневное клиническое наблюдение, термометрия и регистрация общего состояния животных в специальном журнале по форме согласно Приложению N 5.

4.6. В карантинных и экспериментальных секциях животные помещаются в чистые, заранее продезинфицированные (проавтоклавированные) клетки.

4.7. Уход за животными, находящимися в карантине, осуществляется персоналом, закрепленным за данными помещениями.

4.8. Запрещается выносить из карантинных помещений в другие помещения и секции для экспериментальных животных корм, спецодежду и инвентарь.

4.9. В течение периода карантина производится периодическая смена клеток (ванночек). По окончании карантина освободившиеся клетки и инвентарь передаются в дезинфекционно-моечное отделение.

Чистка и мойка клеток и др. инвентаря из карантинных секций может производиться в общем дезинфекционно-моечном отделении вивария только после предварительного обеззараживания. Отходы также должны обеззараживаться, сжигаться. Методы дезинфекции, дезинсекции, режим автоклавирования устанавливаются в каждом конкретном случае в зависимости от специфики работы учреждения.

4.10. В период адаптации или карантина животное с подозрением на инфекционные заболевания подвергаются бактериологическому исследованию. При подтверждении инфекционного заболевания мыши, крысы, хомяки, морские свинки и кролики всей поступившей партией уничтожаются, а в отношении собак, кошек и др. домашних животных сроки карантина продлеваются в зависимости от установленного заболевания.

4.11. Помещения карантина после каждой партии переданных на эксперимент животных и после каждого случая выявления инфекционных заболеваний подвергаются тщательной дезинфекции.

4.12. В случае возникновения массовых заболеваний среди животных, находившихся в карантине, или при обнаружении в период экспериментов отдельных случаев инфекционных заболеваний, особо опасных для лабораторных животных и человека, в виварии проводится необходимый комплекс профилактических мероприятий. В этом случае проведение опытов на животных временно прекращается.

4.13. По истечении срока карантина животные передаются в экспериментальные секции.

V. Режим работы и основные правила содержания

лабораторных животных

5.1. В каждом отдельном помещении рекомендуется содержать животных только одного вида. Если по условиям эксперимента необходимо совместное содержание лабораторных животных разных видов в одной секции, то следует размещать их на разных стеллажах.

5.2. На каждой клетке (боксе, вольере и т.д.) должна быть этикетка с указанием данных о животном и сроках эксперимента (образец этикетки указан в Приложении N 6).

5.3. Лабораторные животные и птицы содержатся в клетках со сплошным дном на подстилке или в клетках с сетчатым дном - полом. В качестве подстилки применяются древесные опилки, стружка или подстилочный торф. Подстилка заранее автоклавируется или выдерживается в сухожаровом шкафу (при Т 150 - 180 град. C 15 - 20 минут). Толщина слоя подстилки в клетке - 5 - 10 мм. При содержании животных в клетках с сетчатым дном подстилка посыпается в поддон (противень).

5.4. Вся работа по уходу и содержанию лабораторных животных строится в соответствии с распорядком дня и регламентом работ, утвержденными руководителем данного учреждения. В распорядке дня предусматривается время на санитарную обработку помещения и оборудования, раздачу кормов и проведение экспериментальных работ и манипуляций.

5.5. Кормление лабораторных животных осуществляется в соответствии с нормами, утвержденными Приказом Министра здравоохранения СССР от 10 марта 1966 г. N 163.

5.6. Корма и полуфабрикаты хранятся в специально отведенном для этой цели помещении (складе). Выдача кормов производится в установленном порядке.

В кормокухне вивария допускается хранение не более чем 2 - 3-дневного запаса кормов. При кормлении животных гранулированными кормами и при наличии в клетках бункерных кормушек разрешается авансовое получение кормов со складов на 7 - 10 дней.

5.7. Для хранения запаса кормов на кормокухне и в кладовой вивария оборудуются специальные лари (металлические или обитые изнутри жестью). Скоропортящиеся продукты хранятся в холодильнике. Доставка кормов со складов производится специально выделенным персоналом (рабочими, не занятыми непосредственно уходом за животными).

5.8. Распределение кормов по комнатам-секциям производится специально выделенным для этих целей рабочим или персоналом кухни в продезинфицированной посуде (таре), закрепленной за каждой секцией. Списание кормов производится в установленном порядке согласно фактическому наличию животных на каждый день с представлением в бухгалтерию учреждения актов от лабораторий на вышедших из опыта или вынужденно убитых животных.

5.9. Вход в кормокухню персонала, осуществляющего уход за лабораторными животными, и посторонних лиц запрещается.

5.10. Снабжение лабораторных животных питьевой водой производится из водопровода, качество воды должно соответствовать ГОСТу "Вода питьевая".

5.11. Проращивание зерна на зеленую массу для подкормки лабораторных животных производится в специально отведенных для этой цели помещениях. Допускается скармливание животным корневой массы растений при отсутствии в ней плесени.

5.12. Раздача кормов и поение животных должны осуществляться только после окончания уборки помещения, чистки или смены клеток и выноса из секций грязного оборудования, поддонов с подстилкой и др. материалов, подлежащих дезинфекции или утилизации.

5.13. Чистка клеток и уборка комнат производится с помощью инвентаря, строго закрепленного за каждой комнатой.

5.14. При периодической смене клеток животные 1 - 2 раза в неделю пересаживаются в заранее продезинфицированные клетки с подготовленной кормушкой, поилками и подстилкой. Грязные клетки вместе с подстилками, кормушками и поилками передаются в дезинфекционно-моечное отделение для их последующей обработки.

5.15. Чистка клеток осуществляется ежедневно. При этом загрязненная подстилка и прочие отходы из клеток собираются в специальные металлические бачки с крышками. Бачки с крышками плотно закрываются и передаются в дезинфекционно-моечное отделение.

5.16. При использовании клеток с сетчатым дном и изолированными от клеток поддонами последние периодически (не реже одного раза в неделю) заменяются новыми. Грязные поддоны с подстилками передаются в дезинфекционно-моечное отделение для их последующей обработки.

5.17. При обслуживании одним рабочим нескольких видов лабораторных животных вначале обрабатываются клетки с морскими свинками, затем клетки с мышами, крысами и кроликами. В последнюю очередь обрабатываются помещения, где содержатся собаки и кошки.

5.18. Мыть и дезинфицировать клетки, кормушки, поилки непосредственно в секциях запрещается.

5.19. Перед окончанием рабочего дня в секциях производится влажная уборка с использованием 1% раствора хлорамина или др. дезинфицирующего вещества. Не реже одного раза в месяц производится санитарный день, в течение которого производится уборка всех помещений. Порядок проведения санитарного дня определяется заведующим клиникой (виварием).

5.20. Дезинфекция, чистка и мойка клеток, кормушек, поилок и др. инвентаря производится рабочими, специально закрепленными за дезинфекционно-моечным отделением. Контроль за эффективностью чистки и обеззараживания инвентаря возлагается на ветеринарного врача вивария.

5.21. Условия сбора, хранения, вывоза (или утилизации) отходов (подстилки, навоза, остатков кормов и т.д.) должны быть определены в каждом конкретном случае по согласованию с местными органами и учреждениями санитарно-эпидемиологической службы. При работе с инфицированным материалом необходимо производить обезвреживание отходов с помощью автоклавирования или обработки дезинфицирующими растворами.

5.22. В секциях с лабораторными животными необходимо установить постоянный контроль за температурно-влажностным режимом. Для контроля качества воздушной среды в помещениях, где содержатся животные, рекомендуется периодически (2 - 3 раза в месяц) определять концентрацию вредных газов (углекислого и аммиака).

5.23. Передача животных на опыты производится по разовым требованиям согласно годовой заявке от лабораторий, утвержденной руководителем учреждения. Работа с животными разрешается только в часы, предусмотренные распорядком дня вивария.

5.24. При обнаружении в секциях больных животных последние с ведома экспериментатора уничтожаются или переводятся в изолятор. Вопрос о дальнейшем использовании заболевших животных решается в течение не более 2-х суток.

5.25. Трупы животных до патологоанатомического вскрытия хранятся в специальном холодильнике диагностического кабинета не более одних суток, после чего подлежат утилизации. Хранение трупов животных в клетках и на полу в экспериментальных секциях категорически запрещается.

5.26. Патологоанатомическое вскрытие животных производится экспериментатором. В случае гибели животного вне зависимости от эксперимента на вскрытии присутствует представитель клиники (вивария).

5.27. Каждый случай падежа или вынужденного убоя животного должен быть зафиксирован в специальном журнале по форме согласно Приложению N 7.

5.28. Запрещено посещение клиники (вивария) посторонними лицами без специального разрешения. Сотрудники учреждения, выполняющие работу в клинике (виварии), обязаны:

А) соблюдать установленные правила распорядка дня и режим работы;

Б) вести систематическое наблюдение за своими экспериментальными животными;

В) вести первичную документацию, своевременно заполняя этикетки на клетках с экспериментальными животными;

Г) посещать только те помещения вивария, в которых находятся животные, закрепленные за данным сотрудником;

Д) по окончании экспериментов или любой др. текущей работы с лабораторными животными оставлять рабочее место в надлежащем порядке;

Е) следить за своевременным списанием вышедших из опыта или вынужденно убитых экспериментальных животных;

Ж) сообщать специалистам клиники (вивария) о всех замеченных случаях заболеваний среди экспериментальных животных, а также своевременно уведомлять специалистов вивария о предполагаемых патологических состояниях животных в соответствии с условиями эксперимента.

5.29. Сотрудникам учреждения, выполняющим работу в виварии с экспериментальными животными, запрещается давать какие-либо указания рабочим по изменению режима содержания и кормления животных без согласования со специалистами вивария.

5.30. При проведении совместных исследований на животных в других учреждениях сотрудникам лабораторий запрещается на это время работа в клинике (виварии) своего института (учреждения).

5.31. Все действия, которые могут причинить лабораторным животным боль (операции, тотальное обескровливание, вживание датчиков и пр., а также вынужденный убой животных), должны производиться с использованием наркотизирующих средств. Если по условиям эксперимента противопоказано применение анестезии, то все вышеуказанные действия необходимо проводить в максимально короткий срок, руководствуясь Правилами гуманного обращения с лабораторными животными (Приложение N 8).

VI. Правила личной гигиены

6.1. Весь персонал вивария должен быть обеспечен спецодеждой, спецобувью, мылом и полотенцами в соответствии с действующими правилами и нормативами.

6.2. В комнатах с животными, кормокухне, дезинфекционно-моечном отделении, операционной и диагностическом кабинете необходимо иметь дезинфицирующие растворы для обеззараживания рук.

6.3. Персонал вивария обязан:

А) приходя на работу снимать верхнюю одежду и обувь и надевать спецодежду, спецобувь;

Б) по окончании работы (желательно и до начала работы) пройти обработку в санитарном блоке (принять душ или ванну);

В) вешать домашнюю одежду и спецодежду обязательно в разных отделениях индивидуального шкафа;

Г) периодически (но не реже одного раза в месяц) дезинфицировать свои индивидуальные шкафы;

Д) по окончании каждого отдельного этапа работы в соответствии с распорядком дня, а также перед приемом пищи обязательно мыть и дезинфицировать руки.

6.4. Во всех производственных помещениях клиники (вивария) категорически запрещается принимать пищу и курить.

6.5. Все принимаемые на работу с лабораторными животными лица должны пройти медицинское обследование, включающее исследование на бациллоносительство возбудителей туберкулеза и всей группы кишечных инфекций. Последующие обследования проводятся не реже одного раза в год. Больные туберкулезом, венерическими заболеваниями, кожными и др. заразными заболеваниями к работе в виварии не допускаются.

6.6. При проведении на животных экспериментов с инфекционными возбудителями, опасными для людей, обслуживающий персонал вивария подвергается профилактической иммунизации.

6.7. Для всех вновь принимаемых на работу в виварий сотрудников проводится инструктаж по вопросам охраны труда и техники безопасности, правилам внутреннего распорядка в зависимости от выполняемой работы. Ответственность за проведение инструктажа возлагается на заведующего виварием. Допуск к работе без инструктажа запрещается. В дальнейшем не реже одного раза в год проводится повторный инструктаж. Результаты проведения инструктажа регистрируются в специальном журнале по форме, установленной приложением N 5 к Приказу Министра здравоохранения СССР от 20 июня 1968 г. N 494.

ИСПОЛЬЗОВАНИЕ ЛАБОРАТОРНЫХ ЖИВОТНЫХ

В ТОКСИКОЛОГИЧЕСКОМ ЭКСПЕРИМЕНТЕ

В методических рекомендациях проанализированы возможности использования различных видов лабораторных животных в токсикологических экспериментах, представлены основные типы токсикологических исследований и способы введения химических веществ при их осуществлении; приведены варианты моделирования алкогольной интоксикации; обоснованы принципы моделирования комбинированного воздействия хронической алкогольной интоксикации и алиментарной недостаточности.

Методическое пособие составлено,

К.В. Шелыгиным, д.б.н.

И.А. Кирпич, доц.

В.Я. Леонтьевым, проф.

А.Г. Соловьевым.

под редакцией проф., академика РАМН П.И. Сидорова.

Рецензент: зав. кафедрой биологии и экологи человека и животных Поморского государственного университета им. Ломоносова, д.б.н., проф. В.А. Барашков

1. Моделирование острых и хронических токсических эффектов– важное направление клинической токсикологии

2. Основные лабораторные животные, используемые в токсикологических исследованиях

2.1 Грызуны

2.3. Крупные млекопитающие

3. Острые, подострые и хронические эксперименты в токсикологии

4. Способы введения токсических веществ

5. Моделирование острой и хронической алкогольной интоксикации

6. Моделирование комбинированного воздействия хронической алкогольной интоксикации и алиментарной недостаточности

Литература

1. МОДЕЛИРОВАНИЕ ОСТРЫХ И ХРОНИЧЕСКИХ ТОКСИЧЕСКИХ

ЭФФЕКТОВ – ВАЖНОЕ НАПРАВЛЕНИЕ КЛИНИЧЕСКОЙ ТОКСИКОЛОГИИ

Одно из основных направлений современной токсикологии напрямую связано с исследованием патологических изменений организма при острых и хронических токсических воздействиях.

Большую помощь в изучении механизмов развития морфофункциональных осложнений острой и хронической интоксикации могут оказать эксперименты на лабораторных животных, поскольку прямые исследования не всегда возможны, а порой и этически недопустимы. Разумеется, экстраполяция экспериментальных данных на патологию человека в рамках развития положений клинической токсикологии требует определенной осторожности ввиду известных особенностей протекания метаболических процессов у животных, функциональных характеристик их внутренних органов, а подчас и существенных отличий в строении организма. Тем не менее, опыты на животных позволяют проследить динамику патологических изменений в органах и составить представление о развитии патологических процессов на системном, органном, клеточном и субклеточном уровнях, что является необходимым условием для разработки эффективных методов профилактики и лечения отравлений различной этиологии.

При проведении эксперимента необходимо руководствоваться принципами гуманного отношения к животным в соответствии с Международными рекомендациями (1993), а так же с соблюдением биоэтических норм и требований Международного комитета по науке (1978).

В соответствии с диффиренцированными задачами моделирования эффектов токсического воздействия химических соединений эксперименты могут проводиться на различных лабораторных животных, наиболее распространенными видами среди которых в токсикологических исследованиях являются грызуны, птицы и крупные млекопитающие.

2. ОСНОВНЫЕ ЛАБОРАТОРНЫЕ ЖИВОТНЫЕ,

ИСПОЛЬЗУЕМЫЕ В ТОКСИКОЛОГИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВАНИЯХ

2.1. Грызуны.

При моделировании токсических эффектов химических веществ наиболее часто используются грызуны (мыши, крысы, морские свинки, кролики).

Белые лабораторные мыши, являющиеся альбиносами домашней серой мыши, используются для определения токсичности химических веществ, стандартизации фармакологических препаратов.

Морские свинки являются классическим объектом для изучения аллергогенности химических веществ, а так же проявлений авитаминозов. Изолированные органы этих животных применяются в фармакологических исследованиях.

Кролики в связи с особенностями протекания у них овуляторного цикла и высокой скоростью размножения удобны для выявления воздействия токсических веществ на репродуктивные функции.

Лабораторные крысы (альбиносы черной и серой крыс) являются наиболее распространенным видом экспериментальных животных для разработки моделей последствий острых и хронических интоксикации. В настоящее время выведено более 100 отдельных аутобредных стоков и инбредных линий лабораторных крыс. Наиболее часто при токсикологических исследованиях используются крысы стоков Wistar, Bio Breeding Sprague-Dawley, C57BL, CFI, C3H и др. Отдельно выделяют конвенциональных (беспородных) животных, микрофлора которых полностью или частично неизвестна.

Удобство использования крыс для исследования токсических эффектов химических и биологических препаратов объясняется простотой их содержания, возможностью размещения на сравнительно небольшой территории достаточного количества животных, небольшим весом, устойчивостью к инфекционным заболеваниям, большим приплодом, который они дают. Крыс легко фиксировать рукой; постоянная заполненность желудка пищей при обычном режиме питания позволяет вводить им интрагастрально достаточные дозы токсических агентов, не вызывая катаральных изменений слизистой. Предпочтение в токсикологических исследованиях отдается самцам, так как они не имеют гормональных колебаний, способных оказывать влияние на мембранотропное действие ядов; целесообразнее использование молодых животных, поскольку у них меньше толерантность к различным токсическим веществам.

Наиболее часто при проведении токсикологических экспериментов используются куры, утки, гуси, индейки. Отдельно выделяют птиц - свободных от специфических патогенных микроорганизмов (specific pathogen free - SPF).

Птицы являются удобной моделью для проведения исследований влияния химических веществ на метаболические процессы, поскольку они протекают более интенсивно и быстрее, чем у других животных. Однако, при проведении исследований необходимо учитывать некоторые анатомо-физиологические особенности строения организма птиц. Так, например, у последних нет потовых и сальных желез, а так же мочевого пузыря, что имеет существенное значение для определения клиренса выведения токсических агентов и их метаболитов. Состав крови и мочи птиц существенно отличается от соответствующих физиологических показателей других животных. В отличие от млекопитающих птицы имеют особенности в строении желудочно-кишечного тракта, у них по-другому протекают процессы переваривания корма. В исследованиях на птицах удовлетворительным критерием является изменение массы тела.

При исследовании влияния токсических веществ на поведенческую активность необходимо учитывать, что реактивность птиц зависит от принадлежности их к яйценоской или мясной направленности, а также от степени их продуктивности.

При недостаточном освещении птицы не подходят к кормушкам и поилкам, поэтому, если по условиям эксперимента необходимо повысить потребление корма или жидкости, которые содержат токсическое вещество, используется искусственное освещение. Содержать птиц при проведении эксперимента рекомендуется группами, поскольку в этом случае они достигают большей массы и более резистентны к инфекциям.

2.3. Крупные млекопитающие.

Проведение токсикологических исследований на крупных млекопитающих (собаках, кошках, обезьянах) обусловлено наибольшей схожестью строения и функционирования их внутренних органов и систем, а также метаболических процессов с таковыми у человека.

Обезьяны, несмотря на сложность их содержания, используются в токсикологической практике при изучении влияния химических веществ на функции центральной нервной системы.

Кошки, как объект исследования чаще всего применяются в острых токсикологических экспериментах. Кроме того, их изолированные органы задействуют в целях выявления физиологических изменений при действии химических веществ.

Одним из часто используемых в клинической токсикологии крупных млекопитающих животных являются собаки. Для проведения токсикологических экспериментов наиболее пригодными считаются беспородные короткошерстные собаки со средней массой тела 10-15 кг, поскольку чистопородные и линейные животные более прихотливы в содержании и гораздо нестойки в хронических опытах. Оптимальный возраст животных 1,5-5 лет. Известно, что основные морфофункциональные изменения у собак при проведении токсикологических исследований во многом соответствуют таковым у человека.

В условиях проведения эксперимента необходимо учитывать, что собаки являются стайными животными с развитой иерархической системой, половыми и индивидуальными различиями темперамента, поэтому рекомендуется одиночное размещение собак в отдельных боксах. Собаки достаточно легко обучаются, что можно использовать при проведении некоторых процедур, ограничивая применение средств фиксации.

Кормление животных осуществляется согласно разработанным рационам и с учетом задач эксперимента. Однако, необходимо помнить, что желудочно-кишечный тракт собак не приспособлен к перевариванию большого количества растительной пищи.

3. ОСТРЫЕ, ПОДОСТРЫЕ И ХРОНИЧЕСКИЕ ЭКСПЕРИМЕНТЫ В ТОКСИКОЛОГИИ

Выбор продолжительности эксперимента при изучении токсических свойств изучаемых веществ определяется целями исследования (таблица 1).

Острый токсикологический эксперимент используется для моделирования острой токсичности вещества, проявляющейся после его однократного или повторного введения через короткие (не более 6 часов) интервалы в течение суток. Целями изучения острой токсичности являются определение безвредных, токсических, летальных доз вещества, его способности к кумуляции, а также причин гибели животных.

Подострый эксперимент проводится для определения допустимых условий воздействия, оптимальных суточных доз, для выбора доз в хроническом эксперименте.

Исследование токсических свойств веществ в субхроническом и хроническом экспериментах осуществляется с целью установления степени их повреждающего действия при длительном введении, определения уровня обратимости вызываемых ими повреждений, а так же выявления наиболее чувствительных к токсическому действию органов и систем организма.

Таблица 1 Продолжительность и цели токсикологического эксперимента
Характер эксперимента	Продолжительность	Цели эксперимента
	Однократное введение;	Определение смертельных доз, среднего времени гибели, порога острого действия химических веществ
Подострый	2-8 недель	Определение кумуляции, аллергического действия, влияния на репродуктивную функцию химических веществ
Субхронический	13-18 недель	Определение пороговой дозы общетоксического действия при установлении ПДК веществ в воздухе
Хронический	6-12 месяцев	Определение пороговой дозы общетоксического действия при установлении ПДК веществ в воде и пище
Пожизненный	от 1 года и более	Определение пороговой дозы общетоксического действия химических веществ

4. СПОСОБЫ ВВЕДЕНИЯ ТОКСИЧЕСКИХ ВЕЩЕСТВ

Для формирования характерных токсически обусловленных патологических изменений у животных используются добровольные, полудобровольные и принудительные способы введения токсических веществ.

На добровольный выбор животными потребляемых жидкостей или сухих кормов влияют индивидуальная чувствительность, скорость метаболизма вещества, порода, возраст, условия содержания, наличие дополнительных стрессорных факторов, концентрация раствора, наличие пищевых добавок и т.д. Данный способ не может обеспечить достаточно высоких и стабильных доз поступления токсических веществ в организм, поэтому более эффективными являются модели полудобровольного и принудительного введения.

При полудобровольном способе животные имеют возможность самостоятельно регулировать количество потребляемого вещества. К ним, в частности, относится методика предоставления раствора исследуемого вещества в качестве единственного источника жидкости.

Способы принудительного введения позволяют обеспечить массивную токсическую нагрузку, что обусловливает высокую концентрацию агента в крови и приводит к быстрому развитию патологических изменений.

При изучении токсически обусловленной патологии особое значение придается способам, характеризующимся моделированием тех концентраций токсических веществ, которые встречаются в реальных условиях. Этим параметрам, например, соответствует способ интрагастрального введения этанола, при котором средние дозы спирта, получаемые животными на протяжении эксперимента, составляют, обычно, 4-10 г/кг в сутки.

Ингаляционный метод введения веществ позволяет создавать практически любые токсические нагрузки. В то же время, принудительная продувка токсических веществ через затравочную камеру требует значительного расхода химических ингредиентов, а постоянную их концентрацию создать, практически, невозможно. Существующий способ разлива химического вещества в камере, где находятся животные, более пригоден для моделирования острых отравлений, однако, при данном способе невозможен количественный токсикологический контроль в условиях работы с несколькими веществами одновременно.

Наиболее рациональным при использовании способа ингаляционного введения, является тот, при котором для принудительной продувки через затравочную камеру используется только чистый воздух. Исследуемые вещества при этом расположены внутри камеры в небольших сосудах, площадь открытого участка которых подбирается расчетным образом. Заменяя сосуды на более узкие или широкие, можно варьировать скорость испарения химических соединений, количество которых берется с таким учетом, чтобы по окончанию затравки какое-то содержимое их осталось в сосудах. Данный способ прост в применении, обладает высокой чувствительностью, позволяет точно создавать постоянную концентрацию, значительно экономить используемые химические вещества.

Выбор концентраций и доз химического соединения решается с учетом целей эксперимента и физиологических особенностей подопытных животных. Необходимо помнить, что количество вводимых растворов ограничивается рамками физиологических возможностей, массой и возрастом животных. Так, максимальные объемы введения у крыс составляют интраназально до 0,4 мл, ректально – 1 мл, внутрикожно – 0,04 мл, подкожно – 10 мл, внутримышечно и внутрибрюшинно – до 5 мл, внутривенно – 6 мл, внутрисердечно – 1 мл, субокципитально – 0,15 мл, интрагастрально при весе тела 100-190 г – 3 мл, 200-290 г – 4-5 мл, 250-300 г – 6 мл, 300 г и более – 8 мл. Максимальные объемы веществ у собак составляют при интраназальном введении – 4 мл, подкожном – 20 мл, внутримышечном – 12 мл, внутрибрюшинном – 20 мл.

В то же время, введение веществ животным производится с учетом особенностей их анатомии, а так же формы исследуемого вещества. Например, порошкообразные - вводятся крысам перорально, путем приготовления пилюль из данного вещества и муки, хлеба или его добавления к воде или корму.

Введение растворов веществ осуществляется перорально с помощью резинового или металлического зонда, интраназально с помощью мочевого катетера, ректально. Кожное введение подразумевает предварительное удаление волосяного покрова, выполнение насечек, после чего наносят исследуемое вещество. Внутрикожные инъекции осуществляют в задней части спины или на животе, предварительно так же удалив волосяной покров. Подкожные инъекции делают на шее, спине или животе. Внутримышечно вещества вводят в заднебедренные мышцы. Внутрибрюшинные инъекции выполняют в левый нижний квадрант брюшной полости. Внутривенно вещества вводят в хвостовую вену или в дорсальную вену полового члена. Введение веществ также возможно непосредственно в сердце, либо субокципитально предварительно анестезированной крысы.

Введение токсических веществ птицам осуществляется интрагастрально при помощи зонда, внутривенно в локтевую или плечевую вену крыла, внутрибрюшинно в правый нижний квадрант брюшной полости, подкожно через кожу на животе или внутримышечно через четырехглавую мышцу бедра.

Введение исследуемых веществ собакам выполняется путем их подмешивания к корму, питьевой воде, либо принудительно, когда вещество в виде таблетки кладется на спинку языка животного. Жидкие вещества, а так же растворы вводят при помощи ложки или спринцовки, однако более удобно использовать желудочный зонд. Кроме того, введение жидких веществ возможно интраназально с помощью катетера, ректально, подкожно в области спины, бедра или затылка, внутрикожно, накожно, внутримышечно – в мышцы бедра, внутривенно – в вены голени, стопы, предплечья, внутрибрюшинно. Существуют способы субокципитального, внутримозгового и внутрисердечного введения веществ, однако, их выполнение сопряжено с техническими трудностями и подвергает повышенной угрозе жизнь животного.

Для снижения трудностей, возникающих при экспериментальном изучении токсических свойств веществ, проявляющихся в необъективности подбора доз, их вариабельности, используется метод экспериментального изучения токсичности малотоксичных соединений, путем введения доз, соответствующих максимально возможному разведению химических соединений в известных максимально вводимых объемах, .позволяет быстро подобрать максимальную вводимую дозу на кг (г) веса животного, подтвердить или опровергнуть низкую токсичность изучаемых веществ, сравнить результаты различных исследователей между собой.

5. МОДЕЛИРОВАНИЕ ОСТРОЙ И ХРОНИЧЕСКОЙ АЛКОГОЛЬНОЙ ИНТОКСИКАЦИИ

Социологические исследования, проведенные в последние десятилетия, показывают стабильно высокий уровень распространенности как злоупотребления алкоголем, так и алкоголизма и его осложнений среди различных групп населения. В то же время, при проведении эпидемиологических исследований влияние множества социальных факторов не позволяет до конца выявить искомые зависимости течения различных проявлений алкоголизма. Поэтому одним из способов исследования алкогольобусловленной патологии в клинической наркологии является моделирование проявлений острой и хронической алкогольной интоксикации на лабораторных животных.

При моделировании острой алкогольной интоксикации используются максимально переносимые дозы этанола. В этом случае исследуются патологические изменения, сопровождающие развитие острого отравления вплоть до коматозного состояния.

Моделирование хронической алкогольной интоксикации позволяет получить характерные патологические изменения, сравнимые с таковыми у человека при длительном злоупотреблении алкоголем. При применении методик с длительным введением алкоголя необходимо учитывать возрастной фактор, так как скорость элиминации этанола из организма с постарением животных замедляется.

Средние дозы этилового спирта, получаемые животными на протяжении хронического эксперимента, зависят от его задач и составляют, например, для крыс - от 4-10 г на кг веса в сутки, но иногда используются и максимально переносимые дозы – до 15 – 20 г/кг. Наиболее адекватной для моделирования характерных проявлений алкогольной висцеропатологии на крысах, являются дозы в пределах 7 г/кг/сут. 40% этанола, соответствующие, в частности, ? DL50, что обусловливает в процессе хронической интоксикации достаточно быстрое развитие типичных алкогольных поражений внутренних органов, но не сопровождается массовой гибелью животных. Продолжительность хронического эксперимента колеблется от 5 суток до 4 лет также в зависимости от целей исследования.

6. МОДЕЛИРОВАНИЕ КОМБИНИРОВАННОГО ВОЗДЕЙСТВИЯ ХРОНИЧЕСКОЙ АЛКОГОЛЬНОЙ ИНТОКСИКАЦИИ И АЛИМЕНТАРНОЙ НЕДОСТАТОЧНОСТИ

Ряд клинических синдромов алкоголизма связывается с нарушением питания (в частности, обмена витаминов и белков) и изменением нутриентного статуса организма. Это обусловлено тем, что продолжительная алкогольная интоксикация в ряде случаев сопровождается недостаточностью питания, нарушением всасывания и метаболизма незаменимых факторов питания.

Ввиду того, что этанол, помимо высокой калорийности, не представляет пищевой ценности, при систематическом употреблении алкогольных напитков структура пищевого рациона претерпевает резкий дисбаланс, при этом часто наблюдается алиментарный дефицит, подобный дефициту при голодании. Нарушение обмена белков и общая белковая недостаточность при хронической алкогольной интоксикации достаточно обоснованно расцениваются как одни из типичных для рассматриваемой патологии проявлений. Недостаток отдельных факторов белкового питания может вызвать существенные нарушения обмена витаминов, что, в свою очередь, приводит к ухудшению функциональной активности внутренних органов. Поскольку некоторые из витаминов оказывают избирательное действие на отдельные их функции, хроническая алкоголизация еще более углубляет эти нарушения. Кроме того, при одновременном дефиците витаминов и белка морфофункциональные параметры могут отличаться от соответствующих характеристик изолированных форм алиментарной недостаточности.

На основании вышеизложенных данных, нами предложена модель комплексного воздействия хронической алкогольной интоксикации и алиментарной недостаточности - витаминов группы В, играющих важную роль при алкогольобусловленной патологии, и белка.

Алгоритм создания модели.

Алгоритм создания экспериментальной модели хронической алкогольной интоксикации на фоне алиментарного дисбаланса включает следующие компоненты:

1.Выбор лабораторных животных и условий их содержания

2. Выбор экспериментальных диет, необходимых дозировок этанола, способа его введения и продолжительности эксперимента

3.Оценка степени тяжести токсического воздействия.

Выбор лабораторных животных и условий их содержания

В качестве подопытных животных при моделировании длительной алкоголизации на фоне алиментарного дисбаланса при прочих равных условиях предпочтительнее использовать крыс. Выбор данного вида лабораторных животных обусловлен сравнимостью алкогольобусловленных изменений у крыс с таковыми у человека, морфофизиологическими особенностями этих животных (отсутствием отвращения к этанолу и рвотного рефлекса на его действие, постоянной заполненностью желудка пищей), простотой содержания и легкостью выполнения с ними различных процедур (фиксации, введения растворов веществ с помощью зонда и т. д.).

Животные должны содержаться в стандартных условиях вивария, иметь свободный доступ к пище и воде. Учитывая возможность поступления витаминов при копрофагии, крыс содержат в клетках с дном из крупноячеистой сетки.

Выбор экспериментальных диет, необходимых дозировок этанола, способа его введения и продолжительности эксперимента

Для наиболее полного изучения комплексного воздействия недостаточности витаминов группы В и белка животных рекомендуется разделить на четыре рабочие группы, получающие:

I – сниженное содержание витаминов группы В

II – сниженное содержание белка

III – сниженное содержание белка и витаминов группы В

IV – контрольная – содержится на обычном рационе вивария.

Например, рацион, практически исключающий содержание витамина В6 содержит 18-20% казеина, очищенного от витаминов, 73-71% сахарозы, 4% солевой смеси, 3% подсолнечного масла с 0,2% рыбьего жира.

При проведении эксперимента, в цели которого входит моделирование недостаточности определенных витаминов, следует максимально точно обеспечивать покрытие потребностей животных в других витаминах (таблица 2).

Таблица 2 Суточные дозы витаминов, покрывающие основные потребности крыс (по Ю.М. Островскому, 1979).
	Суточная доза, мкг
Пантотенат
Пиридоксин
Витамин С
Токоферол

В связи с изменением массы тела животных рационы необходимо корректировать в соответствии с приказом МЗ РСФСР №1179 от 10. 10. 1983 «Об утверждении нормативов затрат кормов для лабораторных животных в учреждениях здравоохранения».

Моделирование недостаточности в рационе белка осуществляется путем содержания лабораторных животных на специализированных диетах, составленных по методике А.А. Покровского с соавт. (1974).

Наиболее приемлемой в условиях хронического эксперимента на крысах является экспериментальный рацион, содержание белка в котором в 4,6 раза меньше, чем при стандартном кормлении (таблица 3).

Таблица 3 Суточный рацион крыс с пониженным содержанием белка (по А.А. Покровскому, 1974)
Ингредиенты		% по калорийности
Казеин пищевой
Смесь лярда и подсолнечного масла 1:1
Крахмал маисовый

Для достижения равной калорийности между стандартным и экспериментальным рационами к последнему добавляют расчетное количество крахмала.

В каждой группе животные разделяются не менее чем на две подгруппы:

Получающие ежедневно 40 % раствор этанола через металлический желудочный зонд (из расчета 7,0 г/кг веса) .

Получающие эквиобъемное количество дистиллированной воды.

Введение раствора этанола и дистиллированной воды производится ежедневно в утренние часы до кормления.

Для изучения алкогольобусловленной патологии у крыс продолжительность эксперимента составляет от 4 до 6 недель.

Оценка степени тяжести токсического воздействия

Для адекватной оценки токсического действия химических веществ необходимо регулярное наблюдение за животными, во время которого отмечаются потребление корма и воды, изменение внешних признаков (волосяного покрова, видимых слизистых), особенности поведения. Не реже 1 раза в неделю для изучения динамики изменений производится взвешивание, исследуется функциональное состояние внутренних органов и систем, биохимические и морфологические изменения крови. Методы для оценки состояния органов и систем выбираются с учетом целей эксперимента, однако они должны быть современными и достаточно чувствительными. При проведении исследования необходимо стремиться к использованию максимально полного набора физиологических, патоморфологических, гематологических и биохимических тестов, как для интегральной оценки состояния, так и для определения степени нарушения отдельных органов и систем.

Степень выраженности патологических изменений, регистрируемых у животных, подвергающихся длительной алкогольной интоксикации на фоне алиментарного дисбаланса, определяется с помощью анализа интегральных, биохимических, гематологических и оценки патоморфологической картины. Для проведения функциональной диагностики состояния внутренних органов используются инструментальные методы – ЭЭГ, ЭКГ.

Интегральные показатели:

*изменение внешних признаков – производится 1 раз в 3 суток, перед очередным введением этанола или дистиллированной воды, путем бальной оценки изменения окраса шерсти и волосяного покрова по следующей схеме (таблица 4):

Таблица 4 Шкала изменений внешних признаков крыс
	Баллы или символы	Описание изменения
		Выпадение шерсти
		Загрязненный
		Не загрязненный

*изменение степени активности - оценивается в баллах 1 раз в 3 суток до этанольной затравки или водной нагрузки по следующей схеме (таблица 5)

*изменение массы тела животных - регистрируется путем взвешивания через каждые 7 суток эксперимента до закладки корма и этанольной затравки

*объем суточного потребления пищи и воды; экскреция веществ.

Шкала изменения активности крыс в токсикологическом эксперименте

Баллы, символы /+/	Степень активности	Описание активности
		Погибшее животное
	Кома (отсутствие активности)	Боковое положение; обездвиженность; отсутствие активных движений; мышцы расслаблены; дыхание прерывисто; реакции на болевые и тактильные раздражители, в том числе и голосовые, практически отсутствуют.
	Слабая (минимальная)	В основном – боковое положение; непроизвольные слабые активные движения; мышцы расслаблены; вялая реакция на болевые и тактильные раздражители, голосовая – слабая.
	Пассивная	Животное заторможено, активно по клетке не передвигается, но при подталкивании перемещается на несколько шагов. Положение естественное – на четырех лапах; ощущается тонус мышц. «Избегательная» защитная реакция на раздражители, голосовая реакция слабая.
	Замедленная (субнормальная)	Положение – на четырех лапах, медленные активные движения – повороты туловища и небольшие передвижения по клетке, редкие глотательные движения. Реакция на болевые и тактильные раздражители – голосовая и «избегательно-оборонительная» с попытками укусов. При фиксировании рукой за кожу в области спины - изворачивается с «уходом» от экспериментатора.
	Нормальная	Интактная крыса. Подвижна; активные движения - перемещение и «изыскание лучшего места в группе»; «настороженно-ожидательная» поза при незначительных болевых и тактильных раздражителях с избеганием, резкой голосовой и активно-оборонительными реакциями, царапающими и кусательными движениями. Хороший аппетит; частые «моющие» движения лапками.

Биохимические и гематологические показатели.

Исследуются изменения основных биохимических показателей крови и совокупности гематологических параметров, подвергающихся наибольшему влиянию хронической алкогольной интоксикации (таблица 6).

Таблица 6 Биохимические и гематологические показатели крыс в токсикологическом эксперименте
Объект исследования	Исследуемые показатели
Сыворотка крови	аспартатаминотрансфераза, аланинаминотрансфераза, креатининфосфокиназа, гамма-глутамилтрансфераза общий белок, белковые фракции креатинин мочевина
Форменные элементы крови	количество эритроцитов гематокритная величина цветной показатель количество ретикулоцитов средняя продолжительность жизни эритроцитов лейкоцитарная формула

Подготовка гистологического материала.

Гистологическому исследованию подвергаются основные «органы – мишени» хронической алкогольной интоксикации – сердце, печень, почки, головной мозг. Необходимо помнить, что качество анализа во многом зависит от подготовки материала, в частности, фиксации исследуемых объектов. Рекомендуется использование для фиксации 10 % раствора формалина или раствор Буэна. При этом предпочтение отдается раствору Буэна, поскольку в данном случае значительно лучше выявляются изменения микроструктуры органов, свойственные длительной алкогольной интоксикации, а именно:

1) в печени – четче прослеживается структурированность цитоплазмы (вакуолизация, «булыжность» - неоднородность прокрашивания цитоплазмы клеток внутри долек), особенности изменения кровенаполнения центральных вен гемокапилляров;

2) в почках – в морфологии эпителиальной выстилки канальцев отчетливее отражаются неоднородности цитоплазматических структур с особенно частым поражением апикальных частей;

3) в легких – в соединительно-тканных межальвеолярных перегородках значительно резче выявляются гипертрофированные, со светлой цитоплазмой клетки, часть которых становится полиплоидными. Чаще отмечаются изменения со стороны альвеолярного эпителия, клетки которого слущиваются в просвет альвеол;

4) в селезенке – лучше проявляется структура ретикулярных клеток, синусов красной пульпы, где отмечается большее разрушение эритроцитов.

Таким образом, применение модели алкогольобусловленной патологии на фоне алиментарного дисбаланса предполагает изучение в экспериментальных условиях наиболее широкого круга изменений внутренних органов и систем, сравнимых с таковыми у человека при злоупотреблении алкоголем. Система оценки основных интегральных, биохимических, гематологических показателей и особенностей патоморфологической картины позволяет на протяжении всего периода исследования контролировать характер и степень патологических изменений.

ЛИТЕРАТУРА

1. Берзиня Н.И. Птицы в эксперименте // Лабораторные животные. – 1995. – V. - №2. – С.99-113.

2. Регламентация экспериментов на животных – этика, законодательства, альтернативы. / Под ред. Н. А. Горбуновой. – М., 1998.

5. Мяленкова И.Ю. Лабораторная собака // Лабораторные животные. – 1994. – IV. - №4. – С.234-246

6. Нужный В.П. Методологические аспекты оценки токсичности спиртосодержащих жидкостей и алкогольных напитков // Токсикологический вестник. – 1999. - №4. – С2-10.

7. Островский Ю.М. Экспериментальная витаминология. – Минск, 1979. – 450с.

8. Покровский А.А. с соавт., О соотношении между содержанием свободных аминокислот в тканях и плазме крови при белковой недостаточности в эксперимента // Вопросы питания – 1974. - №1. – С.8-15.

9. Требования Международного комитета по науке по использованию в экспериментальных исследованиях лабораторных животных // Бюллетень ИКЛАС. – 1978. - № 24. – С. 4-5.

10. Штефель В.О. О сроках воздействия при моделировании интоксикаций в токсиколого-гигиенических исследования // Гигиена и санитария. – 1996. - №8. – С.70-72.

11. Sos J et al., Diets for animals experiments. – Budapest,1974.